УДК 619:617-089.5:636.92
Статья: "Условия, необходимые для успешной анестезии кроликов"
Successful management of rabbit anesthesia

О.Н. Мелентьев кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры болезней птиц, рыб, пчел и пушных зверей. ФГОУ ВПО «Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины».

Факторы, влияющие на риск анестезии у кроликов

Существует много факторов, влияющих на риск анестезии , наиболее существенными являются стресс, гипоксия, предшествующие болезни. Клинический осмотр перед анестезией дает представление об общем состоянии кролика. Взвешивание необходимо для точного расчета доз используемых препаратов. , корректный подсчет доз и наблюдение за ходом анестезии делают ее безопаснее.

There are many problems associated with rabbit anesthesia: stress, hypoxia and preexisting diseases. Clinical examination prior to anesthesia gives an idea of the general health status of the rabbit. An accurate weight is required to calculate the dosages of drugs that are to be used. Good anesthetic equipment, the correct range of drugs and an observant anesthetist improve anesthetic safety.

За десятилетия использования кроликов в качестве лабораторных животных и развития ветеринарной медицины кроликов, содержащихся как домашние питомцы, были предприняты попытки использования большинства препаратов, применяемых в медицинской и ветеринарной анестезиологии . Накопленный опыт свидетельствует, что многие средства применяемые для седации, анестезии и анальгезии, но эффективные и безопасные дозы препаратов, их фармакодинамика у этих животных, применение комбинаций препаратов, имеет значительные особенности .

Анестезия обоснованно воспринимается и владельцами как высоко рискованная процедура, хотя некоторые имеющиеся в настоящее время препараты можно использовать достаточно безопасно . Исследования смертности собак, кошек и кроликов, связанной с анестезией и седацией, опубликованные Brodbelt DC. at al. в 2008 году, показали, что средняя смертность собак составляет 0,17%, кошек 0,24%, а кроликов 1,39% . При разработке анестезиологического протокола необходимо учитывать значительные биологические особенности этих животных, что позволит уменьшить риск.

Существует много факторов, влияющих на риск анестезии, наиболее существенными являются стресс, гипоксия, предшествующие болезни. Часто несколько перечисленных факторов присутствуют у одного кролика. Громкие звуки, незнакомая обстановка, запах других животных также оказывают влияние .

Интубирование кролика

Интубирование трудно из-за анатомических особенностей ротовой полости, носоглотки и трахеи. Из-за малого объема грудной клетки у кроликов часто развивается гипоксия. Дыхательный объем составляет только 4-6 мл/кг и легкие имеют небольшой объем по сравнению с органами брюшной полости. Вдох и выдох осуществляются преимущественно за счет движений диафрагмы, а не за счет межреберных мышц. Такое положение кролика во время анестезии, когда органы брюшной полости давят на диафрагму, может препятствовать дыхательным движениям .

Даже внешне здоровые они могут быть скрытыми носителями таких заразных болезней как пастереллез и энцефалитозооноз. Поражение легких, вызванное в первую очередь Pasteurella multocida, может затруднить газообмен в альвеолах. Поражения почек и головного мозга, вызванные энцефалитозоонозом, могут привести к другим осложнениям.

Кроме того, если кролик перед газовой анестезией не был успокоен, он, почувствовав запах газа, задерживает дыхание, возникает апноэ в сочетании с брадикардией и гиперкапнией. В исследовании Flecknell et al. (1996), период апноэ длился от 30 секунд до 2 минут при использовании изофлюрана и галотана через лицевую маску и в индукционной камере . Некоторые анестетики (медетомидин/кетамин) вызывают падение артериального давления и оксигенации, увеличивая риск гипоксии .

Болезни зубов и нарушение работы кишечника вызывают истощение и слабость, усиленное слюнотечение может привести к обезвоживанию и нарушению баланса электролитов. Ожиревшие кролики склонны к развитию гипертензии и кардиальной гипертрофии. Гиперинсулинемия, гипергликемия и увеличение уровня триглицеридов часто встречаются в сыворотке крови ожиревших кроликов, и липидоз печени у них развивается быстро, после короткого периода без корма, особенно если у кролика сильный стресс.

Ожиревшие кролики - самые трудные пациенты для хирургических операций . Освобождение эндогенных катехоламинов в результате стресса и боли может быть причиной сердечной аритмии. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль является особенно сильным стрессором, она приводит к уменьшению аппетита, замедлению моторики кишечника, может вызвать кишечный стаз и, в конечном итоге, смертельный липидоз печени. Врожденные пороки сердца, такие как дефект межжелудочковой перегородки, приводят к кардиомиопатии, особенно у кроликов гигантских пород .

Клинический осмотр перед анестезией

Клинический осмотр перед анестезией дает представление об общем состоянии кролика. Некоторые ослабленные кролики нуждаются в поступлении питательных веществ перед анестезией. Дегидратированные, в состоянии шока или гипотензии пациенты нуждаются во внутривенном или внутрикостном введении жидкостей. У кроликов не бывает рвоты , таким образом, в выдержке без корма необходимости нет, хотя короткий период в 1-2 часа позволяет быть уверенным, что в ротовой полости нет кормовых частиц, и желудок не переполнен.

Взвешивание необходимо для точного расчета доз используемых препаратов. Количество корма в желудочно-кишечном тракте изменяется в разное время дня и может повлиять на результаты взвешивания. Кролики могут иметь значительное количество корма в пищеварительном тракте, особенно в слепой кишке. Жирные животные нуждаются в меньших дозах препаратов, чем тощие, поэтому некоторые авторы рекомендуют рассчитывать дозы исходя из уровня метаболизма, зависящего от массы тела .

Во время анестезии опасность гипоксии можно снизить, если положить его таким образом, чтобы органы брюшной полости не давили на диафрагму. Вытягивание шеи и извлечение языка из ротовой полости не только позволяет следить за цветом слизистой оболочки, но также убирает основание языка из глотки и открывает дыхательные пути.

Дыхательные движения осуществляются в большей степени за счет движений диафрагмы, и визуальный подсчет может быть затруднен, хирургические поля также затрудняют наблюдение за дыханием. Во всех случаях предпочтительнее использовать монитор состояния пациента.

При анестезии они нуждаются в постоянном поступлении кислорода. Оксигенация перед анестезией снижает риск возникновения гипоксии, если кролик задерживает дыхание. Кислород можно давать через лицевую маску (Фото. 1), эндотрахеальную или назальную трубку или даже через трубку, вставленную в глотку через рот.

Сбалансированная анестезия

Как и у животных других видов, только сбалансированная анестезия позволяет успешно провести хирургическую операцию. Слишком легкая анестезия приводит к пробуждению животного во время операции при сильном раздражении тканей и проявляется движением животного или даже криками, у такого пациента может развиться гипоксия и цианоз. Реакция анестезиолога на длительную задержку дыхания - снижение концентрации анестетика - может привести к слишком легкому наркозу и появлению чувствительности. Увеличение концентрации газа необходимо для углубления наркоза. Если кролик не интубирован, запах газа вызывает задержку дыхания и поступление газа прекращается, достижение хирургического наркоза затрудняется. Медленное увеличение концентрации газа после эффективной премедикации предотвращает задержку дыхания при использовании лицевой маски.

Эндотрахеальная интубация

Эндотрахеальная интубация (фото. 2) предотвращает появление проблем связанных с задержкой дыхания, позволяет вводить кислород и значительно снижает смертность. Эндотрахеальная интубация позволят также в случае необходимости проводить искусственную вентиляцию легких. Хорошее содержание после операции и адекватная анальгезия необходимы для уменьшения боли и стресса, восстановления аппетита и предотвращения развития липидоза печени.

Прозрачная лицевая маска позволяет наблюдать за цветом слизистых оболочек. Необходимо иметь набор маленьких эндотрахеальных трубок (2,0-5,0 мм). Кролики имеют маленький дыхательный объем (4-6 мл/кг) и анестетик циркулирует в маленьком объеме. Хотя роторасширители использовать необязательно, они позволяют лучше следить за состоянием ротовой полости и гортани. Ларингоскоп с маленьким клинком (0 или 1) можно использовать для визуализации гортани и облегчения интубации.

Пульсоксиметр

Как часть анестезиологического оборудования можно использовать пульсоксиметр (фото. 3), лучшим местом для его прикрепления является язык, но это невозможно, если для анестезии используется лицевая маска. Удовлетворительный сигнал можно получить с паховых складок или с основания хвоста, если выщипать волосы и размещение сенсора возможно, также можно использовать ректальный зонд.

Возможность использования дыхательного монитора зависит от размеров кролика. Электрокардиограф можно использовать как сердечный монитор. Ректальную температуру можно определять стандартным или цифровым термометром с дистанционным датчиком. Датчик должен быть смазан и осторожно введен в прямую кишку для постоянного контроля ректальной температуры весь период анестезии.

Таким образом, хорошее оборудование для анестезии, корректный подсчет доз и наблюдение за ходом анестезии кроликов делают ее безопаснее. и применяемых препаратов зависит от общего состояния пациента, характера и планируемой продолжительности операции, возможностями клиники и владельца, при этом важную роль играет практический .

ЛИТЕРАТУРА

1. Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002.- 856 с.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003-1011
3. Brodbelt DC, Blissitt KJ, Hammond RA, Neath PJ, Young LE, Pfeiffer DU, Wood JL. // The risk of death: the confidential enquiry into perioperative small animal fatalities. Vet Anaesth Analg. 2008 Sep;35(5):365-73
4. Calasans-Maia MD, Monteiro ML, Ascoli FO, Granjeiro JM. The rabbit as an animal model for experimental surgery // Acta Cir Bras.2009 Jul-Aug;24(4):325-8
5. Domestic Rabbits: Diseases and Parasites / N.M. Patton, K.W. Hagen, J.R. Gorham, and R.E. Flatt. Oregon State University, 2008. - 30 р.
6. Flecknell, P.A., Cruz, I.J., Liles, J.H., Whelan, G. Induction of anaesthesia with halothane and isoflurane in the rabbit: a comparison of the use of a face-mask or an anaesthetic chamber // Lab Anim., 1996; 30, 67-74
7. Gillett, C.S. Selected drug dosages and clinical reference data // In The Biology of the Laboratory Rabbit, 2nd edn. (P.J. Manning, D.H. Ringler, C.E. Newcomer, eds), Academic Press, 1994; pp 468-472
8. Grint NJ, Murison PJ. A comparison of ketamine-midazolam and ketamine-medetomidine combinations for induction of anaesthesia in rabbits // Vet Anaesth Analg. 2008 Mar;35(2):113-21
9. Inglis S, Strunk A. Rabbit anesthesia // Lab Anim (NY), 2009 Mar;38(3):84-5
10. Keeble E., Meredith A. Rabbit Medicine & Surgery (Self-assessment Colour Review) // Manson Publishing, Jan 2006, 192 р.
11. Lichtenberger M, Ko J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds // Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 2007 May;10(2):293-315
12. Mason D.E. Anesthesia, analgesia, and sedation for small mammals // In Ferrets, Rabbits and Rodents, Clinical Medicine and Surgery. (E.V. Hillyer, K.E. Quesenberry, eds). 1997. - pp 378-391
13. Rabbits: Health, Husbandry and Diseases / V.C.G. Richardson. Blackwell Science Ltd, 2000.- 184 р.
14. Small Animal Clinical Pharmacology / Jill Maddison at al. - Elsevier Limited, 2008. - 589 p.

Дмитрий Тамошкин – главный ветврач ветклиники «Ветус»

Мелентьев Олег Николаевич, кандидат ветеринарных наук, ветеринарный врач центра ветеринарной медицины «Ветус».

Значительные биологические особенности кроликов, отличающие их от других домашних животных, необходимо учитывать и в послеоперационный период. Кролика для восстановления после наркоза помещают на теплую подстилку или в обогреваемую клетку с теплым полом (рис. 1, 3), необходима температура около 35˚С. Как только температура тела кролика стабилизируется, и кролик сможет сидеть на лапах, обогрев необходимо уменьшить до 26-28˚С, так как кролики в таком состоянии не могут часто дышать и чувствительны к гипертермии. Отсутствие внешних раздражителей и комфортные условия внешней среды облегчают восстановление после наркоза. Только полностью пробудившегося кролика можно содержать при комнатной температуре.

Для содержания лучше всего подобрать помещение, где нет других животных и отсутствует их запах. Как только кролик восстановится достаточно для того, чтобы есть и пить, необходимо обеспечить его водой и кормом. Сразу после пробуждения и весь послеоперационный период предпочтительнее давать сено, траву, морковь. После экстракции резцов необходимо давать кролику мягкий, пюреобразный или тертый корм. Сено хорошего качества можно использовать и как подстилку для придания кролику положения на груди (рис. 2).

Хорошая техника операции, быстрота ее проведения и подходящий шовный материал уменьшают дискомфорт в области операционной раны, но в большинстве случаев требуется послеоперационная анальгезия. Оценка боли у кроликов может быть затруднена, так как они не проявляют многих признаков боли, характерных для животных других видов, а тихо сидят около задней стенки клетки, не реагируя на окружающее. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль и стресс стимулируют симпатическую нервную систему, снижают моторику желудочно-кишечного тракта. Снижение моторики кишечника является пусковым механизмом развития каскада неблагоприятных процессов, которые приводят к липидозу печени и смерти .

Определить наличие боли можно путем наблюдения за животным, но для этого необходимо близкое общение с ним до операции и знание особенностей его поведения. Такие физиологические параметры, как температура тела, частота сердечных сокращений и дыхания, под действием боли изменяются, но для определения этих параметров необходимо вытащить кролика из клетки, что уже само по себе способно вызвать их изменение. Кролики, испытывающие боль, не подходят к передней стенке клетки при виде корма. Они не ухаживают за шерстью и могут стать агрессивными по отношению к другим животным, содержащимся в этой же клетке. Боль в брюшной полости может проявляться принятием согнутого положения тела и скрежетом зубов. Иногда кролики ведут себя беспокойно, периодически подпрыгивают и крутятся по дну клетки. Следствием боли является полный отказ от корма .

Анальгезия лабораторных животных, в том числе кроликов, изучена в значительной степени. Для определения эффективности анальгетиков была разработана система оценки боли, хотя индивидуальные особенности могут влиять на восприятие боли, особенно средней интенсивности. Дозы препаратов, требующиеся для обеспечения анальгезии, зависят от раздражителя , поэтому необходимо следить за кроликом и определять его реакцию на анальгезию. Боль – это состояние, угрожающее жизни кролика, поэтому все кролики, испытывающие боль, должны быть обеспечены анальгезией.

Анальгезия – это "отсутствие болевой чувствительности или облегчение боли без утраты сознания" . В ответ на боль и другие стресс-факторы освобождаются эндогенные опиоиды и уменьшают болевую чувствительность. Воспаление или гипоксия в месте повреждения приводят к освобождению ноцицептивных веществ, таких как кинины, которые, в свою очередь, стимулируют образование простагландинов.

Опиоидные анальгетики – препараты центрального действия, используемые при сильном болевом синдроме, оказывают специфическое влияние на центральную нервную систему. Фармакологические эффекты связаны с влиянием на опиоидные рецепторы ЦНС. Разнообразные опиоидные рецепторы обнаружены в головном мозге, спинном мозге и в других тканях, в том числе и в желудочно-кишечном тракте. Опиоиды вызывают определенный эффект в зависимости от типа рецепторов, и в их действии имеются видовые различия:

– µ- (mu) рецепторы главным образом отвечают за супраспинальную анальгезию, эйфорию, угнетение дыхания и вызывают у человека физическую зависимость;
– к- (kappa) рецепторы в основном отвечают за спинальную анальгезию, миоз и седацию ;
– σ- (sigma) рецепторы отвечают за дисфорию (угрюмое, ворчливо-раздражительное, злобное настроение с повышенным беспокойством в ответ на любой внешний раздражитель), галлюцинации, возбуждение дыхания и различные вазомоторные эффекты.

Другие рецепторы, такие как δ- (delta) рецепторы, имеются в различных тканях . Воздействие на µ- и к-рецепторы наиболее важно для облегчения боли.
Другие воздействия, такие как угнетение дыхания, седация или воздействие на моторику желудочно-кишечного тракта, могут быть или не быть полезными в зависимости от ситуации, когда эти препараты применяются .

У кроликов наркотические анальгетики используются для обеспечения анальгезии и, в некоторых случаях, для анестезии . Их также можно применять после анестезии для продления анальгетического эффекта. С другой стороны, наркотические анальгетики вызывают у кроликов угнетение дыхания и психики, гипотермию и брадикардию.

Бупренорфин (Buprenorphine) – сильный, длительно действующий анальгетик, частичный опиоидный агонист. У кроликов используется для длительной анальгезии с целью устранения острой или хронической боли в области внутренних органов в дозе 0,02-0,05 мг/кг перорально или внутримышечно каждые 6-12 часов; 0,5 мг/кг ректально каждые 12 часов . Бупренорфин также применяют для предотвращения угнетающего воздействия на дыхание фентанила после операций, когда для наркоза используют комбинацию фентанил/флюанизон и бензодиазепины .

Буторфанол (Butorphanol) – синтетический агонист-антагонист опиоидных рецепторов. У кроликов буторфанол обеспечивает анальгезию и легкую седацию, не вызывает угнетение дыхания, если не использовать высокие дозы . Применяют для снятия послеоперационной боли в дозе 0,4 мг/кг перорально каждые 4-6 часов .

Исследованиями доказано, что использование высоких доз буторфанола вызывает меньший анальгетический эффект, чем более низких . Период полувыведения буторфанола у кроликов в дозе 0,5 мг/кг составляет 1,64 часа после внутривенного применения и 3,16 часа после подкожного . Буторфанол можно использовать для устранения угнетающего воздействия на дыхание µ-агонистов, таких как фентанил, морфин и пефидин.

Трамадол (Tramadol) – опиоидный анальгетик, производное циклогексанола. Неселективный агонист µ-, δ- и к-рецепторов в ЦНС. Представляет собой рацемат (+) и (-) изомеров (по 50%), которые различным образом участвуют в обезболивающем воздействии. Изомер (+) является чистым агонистом опиоидных рецепторов, имеет невысокий тропизм и не обладает выраженной селективностью по отношению к различным подтипам рецепторов. Изомер (-), угнетая нейрональный захват норадреналина, активирует нисходящие норадренергические влияния. Благодаря этому нарушается передача болевых импульсов в желатиновую субстанцию спинного мозга, что вызывает седативный эффект . В терапевтических дозах практически не угнетает дыхание. Оказывает противокашлевое действие. Более 80% трамадола выделяется у кроликов через почки . После перорального применения трамадола в дозе 11 мг/кг побочных эффектов не возникало. Период полувыведения составлял 145,4 +/- 81,0 минут; максимальная концентрация в плазме крови 135,3 +/- 89,1 нг/мл . Рекомендуемая для кроликов доза – 2,0-4,0 мг/кг каждые 12 часов.

Фентанил/флюанизон (Fentanyl/fluanisone). Фентанил – сильный опиоидный агонист, действующий преимущественно на µ-рецепторы и вызывающий анальгезию, угнетение дыхания и – у людей – эйфорию. По силе анальгетического действия в 20-100 раз превышает морфин . Его анальгетический эффект усиливается флюанизоном, который также снимает угнетающее воздействие на дыхание. По мнению многих авторов, это лучший препарат, используемый у кроликов для седации и анестезии, глубокая анальгезия продолжается 3 часа после введения . Комбинацию фентанил/флюанизон используют для премедикации, седации и сильной анальгезии или, в сочетании с мидазоламом, для анестезии.

В некоторых случаях альтернативой опиоидным анальгетикам могут быть нестероидные противовоспалительные средства (НПВС), которые ингибируют синтез циклооксигеназы, простагландинов и сходных с ними веществ. Циклооксигеназа – это фермент, способствующий образованию простагландинов из арахидоновой кислоты клеточных мембран. Существует два изомера циклооксигеназы: COX-1 и COX-2. Все НПВС обладают анальгезирующими, антипиретическими и противовоспалительными свойствами. Их потенциальный токсический эффект связан с изомерами циклооксигеназы. COX-1 обладает рядом физиологических свойств, и ингибирование COX-1 считается причиной большинства токсических эффектов НПВС. COX-2 образуется в местах воспаления под действием медиаторов воспаления .
Карпрофен меньше ингибирует циклооксигеназу и поэтому менее токсичен, он имеет другой механизм действия. Структура молекулы также влияет на фармакологическое действие, особенно НПВС, относящихся к группе 2-arylproprionic acid subgroup (производные пропионовой кислоты: карпрофен, кетопрофен и ведапрофен). У некоторых видов животных их метаболизм имеет отличия. Обычно интервал применения НПВС у новорожденных и старых животных должен быть больше для снижения токсичности .

Подавление нормальной регуляции простагландинами может привести к недостаточной перфузии в почках у гипотензивных пациентов и к острой почечной недостаточности. Такое случается во время анестезии, особенно если есть значительная кровопотеря, тогда следует поддерживать кровяное давление введением необходимого количества растворов. Желательно делать 24-часовой перерыв между применением НПВС разных типов.
НПВС могут использоваться для послеоперационной анальгезии и лечения хронических остеоартритов. Действие НПВС на синтез простагландинов у кроликов значительно. Простагландины стимулируют выделение у кроликов мягкого кала, ингибируя перистальтику проксимального отдела кишечника и стимулируя моторику дистальных отделов.

Аспирин (Aspirin) ингибирует циклооксигеназу, что приводит к уменьшению синтеза простагландинов и тромбоксантов, уменьшает агрегацию тромбоцитов и воспаление. Аспирин – эффективный анальгетик для кроликов , он применяется как средство первой помощи, поэтому многие владельцы кроликов имеют его у себя дома. Доза для перорального применения составляет 100 мг/кг. Максимальная концентрация в сыворотке крови у кроликов достигается через 1-2 часа. Аспирин может вызывать уменьшение количества тромбоцитов и тенденцию к кровотечению у лабораторных кроликов . Анальгезирующие свойства слабее по сравнению с некоторыми другими НПВС, такими как карпрофен и флуниксин.

Карпрофен (Carprofen) – слабый ингибитор циклооксигеназы с низким соотношением COX-1:COX-2 и минимальным токсическим эффектом. Карпрофен в связи с его доступностью можно назначать после хирургических операций всем пациентам. Хотя он может применяться перорально (1,5 мг/кг 2 раза в день), исследования показали, что лучше вводить его подкожно или внутривенно (2-4 мг/кг 1 раз в день) .
При подкожном введении могут возникнуть неблагоприятные последствия, связанные с возможным попаданием препарата в дерму. Для снижения количества осложнений необходимо быть уверенным, что препарат попал в подкожную клетчатку, а не в дерму, и сделать массаж области введения препарата после инъекции. Карпрофен особенно показан при острых болях после переломов и травм.

Флуниксин (Flunixin) – мощный ингибитор циклооксигеназы, который успешно используется как противовоспалительное средство у коров и лошадей. Производители не рекомендуют использовать его, пока пациент полностью не вышел из общей анестезии, поскольку этот НПВС может привести к уменьшению почечного кровотока. Он также не может применяться одновременно с другими нефротоксичными препаратами, такими как гентамицин . Флуниксин может быть использован как анальгетик и противовоспалительный препарат у кроликов в дозе 1,1 мг/кг 2 раза в день, подкожно .
Представляет интерес возможность применения ингибиторов циклооксигеназы для лечения энтеротоксемии. Elmas M. еt al. (2008) успешно применили с этой целью 2,2 мг/кг флуниксина и 5 мг/кг энрофлоксацина внутривенно .

Кетопрофен (Ketoprofen). Применение кетопрофена описано у мелких млекопитающих, включая кроликов , он является альтернативой карпрофену и мелоксикаму. Применяют перорально, два раза в день, в дозе 1-3 мг/кг.

Мелоксикам (Meloxicam) – это НПВС с низким отношением COX-1:COX-2 . Он обладает сильным антиартритным действием и небольшой способностью провоцировать появление раздражения желудка у животных, по сравнению с другими НПВС . Исследования его токсичности показали хорошую переносимость и прекрасную устойчивость к нему тканей кроликов .

Освобождение желудка от данного препарата и интестинальный транспорт не изменяются от терапевтических доз мелоксикама, за исключением кратковременного воздействия на кислотность желудка. Дозы, существенно превышающие рекомендованные для противовоспалительного действия, не влияли на экскрецию воды, электролитов и креатинина на протяжении всего периода наблюдения. После однократного перорального применения мелоксикама в дозе 0,3 и 1,5 мг/кг максимальная концентрация препарата в плазме достигалась через 6-8 часов и составляла 0,14 и 3,0 мкг/мл соответственно, снижаясь до неопределяемого уровня за 24 часа. При пятидневном применении препарата кумуляции его не наблюдали, для достижения необходимой терапевтической концентрации при применении один раз в день необходимы дозы, превышающие 0,3 мг/кг . Кроликам препарат можно давать с цветочным медом для долгосрочной анальгезии при болезненных состояниях, таких как артрит или спондилез, в дозе 0,1-0,2 мг/кг каждые 12 часов.

Carpenter J. W. еt al. (2009), изучая фармакокинетику мелоксикама у кроликов, установили, что достаточно перорального использования препарата в дозе 0,2-0,3 мг/кг один раз в день, и не обнаружили побочных эффектов, применяя его в течение 10 дней. Максимальная концентрация препарата в плазме в первый день была 0,17 мкг/кг, на 10-й день – 0,24 мкг/кг . Кроме того, Salhab A. S. еt al. (2001) установили, что мелоксикам в дозе 20 мг/кг интраперитонеально ингибирует овуляцию у крольчих при введении через 2 и 5 часов после коитуса .

НПВС выбирают с учетом их анальгетической и противовоспалительной активности. Такие препараты, как флуниксин и карпрофен, обеспечивают анальгетическое действие, сравнимое с опиоидными анальгетиками. Leach M. C. еt al. (2009) изучили влияние боли и стресса на поведение кроликов после овариогистерэктомии и возможность применения мелоксикама в послеоперационный период. Установили, что для достаточной анальгезии при повреждении мягких тканей кролику необходимы большие дозы препарата (начальная доза – 1 мг/кг, последующая – 0,5 мг/кг/день) или сочетание мелоксикама с опиоидными анальгетиками .
Cooper C. S. еt al. (2009) сравнивали влияние на аппетит кроликов мелоксикама и бупренорфина в течение 7 дней после операции, количество фекалий и мочи, вес тела и уровень анальгезии и пришли к выводу, что мелоксикам является хорошей альтернативой бупренорфину и при его применении риск развития анорексии и желудочно-кишечного стаза минимальный .

Для уверенности в адекватности анестезии можно использовать одновременно опиоидные анальгетики и НПВС с минимальной опасностью побочных эффектов.
Когда кролика отдают из стационара, владельца инструктируют о необходимости внимательно наблюдать за поведением питомца, употреблением корма и выделением твердого кала. Кролика необходимо привезти для повторного осмотра, если он не ест более 24 часов. Если владелец кролика не уверен, что кролик ест или его аппетит снижен, необходимо госпитализировать животное для дальнейшего наблюдения. Кролик, который не начинает есть после операции, нуждается в лечении для профилактики или устранения желудочно-кишечного стаза и в пересмотре назначений на послеоперационный период.

Литература

Список

1. Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002. – 856 с.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003-1011.
3. Carpenter J. W., Pollock C. G., Koch D. E., Hunter R. P. Single and multiple-dose pharmacokinetics of meloxicam after oral administration to the rabbit (Oryctolagus cuniculus) // J Zoo Wildl Med. 2009 Dec; 40(4): 601-6.
4. Cooper C. S., Metcalf-Pate K. A., Barat C. E., Cook J. A., Scorpio D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus) // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2009 May; 48(3): 279-85.
5. Elmas M., Yazar E., Uney K., Er Karabacak A., Traş B. Pharmacokinetics of enrofloxacin and flunixin meglumine and interactions between both drugs after intravenous co-administration in healthy and endotoxaemic rabbits // Vet J. 2008 Sep; 177(3): 418-24. Epub 2007 Jul 17.
6. Fujibayashi K., Sakamoto K., Watanabe M., Iizuka Y. Pharmacological properties of R-84760, a novel kappa-opioid receptor agonist // Eur J Pharmacol. 1994 Aug 11; 261(1-2): 133-40.
7. Flecknell P. A. The relief of pain in laboratory animals // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
8. Flecknell P. A. Analgesia in small mammals // Sem Avian Exotic Pet Med., 1998; 7, 41-47.
9. Flecknell P. A., Liles J. H., Wootton R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids // Lab Anim. 1989 Apr; 23(2): 147-55.
10. Green C. J. Neuroleptanalgesic drug combinations in the anaesthetic management of small laboratory animals // Lab Anim., 1975; 9, 161–178.
11. Hawkins M. G., Taylor I. T., Craigmill A. L., Tell L. A. Enantioselective pharmacokinetics of racemic carprofen in New Zealand white rabbits // J Vet Pharmacol Ther. 2008 Oct; 31(5): 423-30.
12. Hayashida M., Fukunaga A., Fukuda K., Yamazaki S. Y., Arita H., Hanaoka K. A rabbit model for evaluation of surgical anesthesia and analgesia: characterization and validation with isoflurane anesthesia and fentanyl analgesia // J Anesth. 2004; 18(4): 282-91.
13. Hubbell J. A., Muir W. W. Evaluation of a survey of the diplomates of the American College of Laboratory Animal Medicine on use of analgesic agents in animals used in biomedical research // J Am Vet Med Assoc. 1996 Sep 1; 209(5): 918-21.
14. Jenkins W. L. Pharmacologic aspects of analgesic drugs in animals: an overview // J Am Vet Med Assoc., 1987; 191, 1231–1240.
15. Karachalios T., Boursinos L., Poultsides L., Khaldi L., Malizos K. N. The effects of the short-term administration of low therapeutic doses of anti-COX-2 agents on the healing of fracture // An experimental study in rabbits. J Bone Joint Surg Br. 2007 Sep; 89(9): 1253-60.
16. Leach M. C., Allweiler S., Richardson C., Roughan J. V., Narbe R., Flecknell P. A. Behavioural effects of ovariohysterectomy and oral administration of meloxicam in laboratory housed rabbits // Res Vet Sci. 2009 Oct; 87(2): 336-47. Epub 2009 Mar 19.
17. Lintz W., Erlaçin S., Frankus E., Uragg H. Biotransformation of tramadol in man and animal Arzneimittelforschung. 1981; 31(11): 1932-43.
18. Miyazaki Y., Horii Y., Ikenaga N., Shimoda M., Kokue E. Possible active transport mechanism in pharmacokinetics of flunixin-meglumine in rabbits // J Vet Med Sci. 2001 Aug; 63(8): 885-8.
19. Ohya M., Taguchi H., Mima M., Koumoto K., Fukae T., Uchida M. Effects of morphine, buprenorphine and butorphanol on airway dynamics of the rabbit // Masui. 1993 Apr; 42(4): 498-503.
20. Osterloh G., Friderichs E., Felgenhauer F., Günzler W. A., Henmi Z., Kitano T., Nakamura M., Hayashi H., Ishii I. General pharmacological studies on tramadol, a potent analgetic agent Arzneimittelforschung. 1978; 28(1a): 135-51.
21. Portnoy L. G., Hustead D. R. Pharmacokinetics of butorphanol tartrate in rabbits // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
22. Richardson V. C. G. Rabbits Health, Husbandry and Diseases. Blackwell Science Ltd, 2000. – 178 р.
23. Salhab A. S., Gharaibeh M. N., Shomaf M. S., Amro B. I. Meloxicam inhibits rabbit ovulation // Contraception. 2001 Jun; 63(6): 329-33.
24. Small Animal Clinical Pharmacology / Jill Maddison еt al. – Elsevier Limited, 2008. – 589 p.
25. Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding – Saunders Manual of Small Animal Practice, Third Edition, 2005. – 2008 p.
26. Souza M. J., Greenacre C. B., Cox S. K. Pharmacokinetics of orally administered tramadol in domestic rabbits (Oryctolagus cuniculus). Am J Vet Res. 2008 Aug; 69(8): 979-82
27. Turner P. V., Chen H. C., Taylor W. M. Pharmacokinetics of meloxicam in rabbits after single and repeat oral dosing // Comp Med. 2006 Feb; 56(1): 63-7.
28. Turner P. V., Kerr C. L., Healy A. J., Taylor W. M. Effect of meloxicam and butorphanol on minimum alveolar concentration of isoflurane in rabbits // Am J Vet Res. 2006 May; 67(5): 770-4.
29. Wixson S. K. Anesthesia and analgesia. In The Biology of the Laboratory Rabbit, Academic Press, 2nd edn. 1994 (P. J. Manning and D. H. Ringler, eds). pp 87–109.

Кастрация - решение проблемы плодовитости кроликов. Кому не известно расхожее выражение «плодятся, как кролики»! Это животное стало практически символом плодовитости, о чем, конечно, должны не забывать и хозяева декоративных ушастиков, заводя у себя декоративный вариант домашних питомцев.

Чтобы избежать многих нежелательных явлений, специалисты рекомендуют вовремя стерилизовать или кастрировать их . Чем это грозит или, наоборот, не грозит кролику и нужно ли это делать?

Этой операции можно подвергнуть и самку, и самца. В первом случае крольчихам перевязывают маточные трубы, искусственно создавая их непроходимость, а кроликам «мужского пола» – семенные протоки или же удаляют фрагмент их.

То есть по большому счету грубого вмешательства в кроличий организм не происходит: половые органы не удалены, работают, как говорится, в штатном режиме, продолжая вырабатывать гормоны. Половой инстинкт у особей не нарушается, не снижается, они способны спариваться. Но цель самой процедуры – не позволить кроликам бесконтрольно размножаться – достигнута.

После стерилизации питомец может похудеть или стать агрессивным. Может ли стерилизация как-то повлиять на кроличий организм? Из-за естественной потребности в продолжении рода, да еще при нормально функционирующей половой системе, стерилизованные кролики подвергаются крупному гормональному сбою.

Организм животного подвергается стрессу, следствием которого могут стать серьезные нарушения здоровья, в частности проблемы с мочеполовой системой. Бедный питомец может как бы без видимых причин похудеть, отказываться от еды, в его поведении появляются элементы агрессии даже по отношению к хозяевам.

Кастрация: за и против

Под кастрацией подразумевается операция по полному удалению органов размножения, т.е. вследствие ее крольчихи лишаются яичников (частичная кастрация) или их же с маткой вместе (полная), а у самцов удаляются оба яичка.

Если стерилизация устраняет лишь функцию размножения со всеми вытекающими отсюда гормональными последствиями, то кастрация гормональных проблем в кроличьем организме не создает.

Минусы

Надо признать, что подобное хирургическое вмешательство при множестве плюсов, о которых поговорим ниже, имеет и некоторые малоприятные моменты:

• как и любая операция, это травмирование и стресс (как для питомца, так и для хозяина);
• денежные траты;
• дополнительный уход.

Плюсы

Несмотря на некоторые «против», специалисты, отвечая на вопрос «обязательно ли кастрировать декоративных кроликов?», утверждают, что для ушастиков обоих полов кастрация является наилучшим выходом. За – очень много доводов:

В каком возрасте делать

Нередко случается, что кастрация должна быть произведена уже немолодому пушистику по состоянию здоровья. Однако ветеринары считают, что лучше это сделать когда кролик еще молод, здоров и энергичен.

Стерилизацию следует проводить, когда питомцу исполнится полгода. Крольчиха достигает половозрелого возраста около 4-х месяцев от роду, и в принципе операция уже возможна. Однако более безопасным считается 6-месячный возраст.

Показатель для самцов – опущение яичек в мошонку. Это тоже происходит примерно в том же возрасте – 3,5-4 месяца.

Раньше делать такую операцию не стоит: мало того, что это технически сложнее, так еще и непредсказуемо для здоровья кролика.

Не возьмется «доктор Айболит» и за кастрацию старого кролика. По статистике, вероятность неблагополучного исхода операции с возрастом увеличивается. И даже пациента, перевалившего двухлетний возрастной рубеж, уже следует подвергнуть тщательному обследованию с проведением анализов.

Если кролику больше 4-х лет, то вероятность его гибели значительно выше, чем у 6–9-месячного его собрата.

Когда еще нельзя?

Если домашний питомец перебирает с весом, операцию по кастрации ему проводить не станут – пока не войдет в норму.

Так же поступят и при наличии каких-то заболеваний – сначала пушистого пациента надо вылечить.

Как происходит операция

Наркоз. Операционные процедуры для самцов и самок отличаются. У кроликов полностью удаляют семенники. Это можно совершить, сделав один или два надреза.

В первом варианте через надрез удаляются оба семенника, во втором – надрезы делаются над каждым из них, и органы удаляются по отдельности. Проходит все это под местной анестезией.

Разрезы, обработанные антисептиком, могут оставаться открытыми. «Закрытый» вариант предполагает наложение швов или нанесение хирургического клея.

Операция у самки более сложная. У крольчихи удаляют все детородные органы, и проведение такого вмешательства требует применения наркоза. После удаления ушивают и кровеносные сосуды, которые эти органы питали, и накладывают закрывающие разрез швы.

Если вас волнует качество и влияние наркоза на оперируемую питомицу, надо заранее «провести мониторинг» ветеринарных лечебниц, изучить отзывы хозяев, столкнувшихся с такой проблемой, и выбрать специалиста, у которого уже есть богатый опыт лечения, в том числе и хирургического, декоративных кроликов.

Операция: до и после

Перед ответственным моментом следует уточнить в клинике:

• чему будет подвергнут ваш любимец – стерилизации или кастрации;
• какие анализы нужно сделать дополнительно;
• какие медикаментозные препараты или приспособления могут понадобиться в послеоперационный период;
• как подготовить кролика к операции.

Не стоит держать питомца полсуток на «голодной диете». Для постоянно жующего животного это стресс. Надо просто уменьшить обычную дозу.

…Но вот все необходимые манипуляции по предотвращению кроличьего «демографического взрыва» завершены, и теперь наступает ответственный период – послеоперационный уход. О том, как его осуществлять, надо непременно выяснить еще в ветеринарной клинике.

Непременно поинтересуйтесь у доктора, какого поведения можно ожидать от прооперированного кролика, чтобы не пугаться «ненормальностей»; как должно выглядеть место разреза и послеоперационный шов; как их обрабатывать.

Надо быть готовым к тому, что в первые послеоперационные часы кролика будет пошатывать, и вести себя он может весьма непривычно.

Поместить его надо на чистую жилплощадь и обеспечить комфорт, покой и питье. Лоток тоже должен быть чистым и заполнен свежим наполнителем (как вариант – клочками бумаги – вполне нейтральный материал).

Еду можно предложить через несколько часов, но не давать объедаться хотя бы в первые три дня.

Проконсультируйтесь у врача как ухаживать за любимцем после операции. Наблюдайте как за аппетитом, так и за мочеиспусканием и стулом питомца. Если вдруг заметили, что он не ест, что уже долго не мочится, или у него отсутствует стул, или, наоборот, имеет место понос, – это повод обратиться к специалисту.

Прооперированное место следует периодически обследовать. Шов должен быть сухим, чистым. У кролика нередко возникает желание погрызть швы – надо каким-то образом обезопасить их, несмотря на активное неприятие питомцем всяческих защитных бандажей и воротников.

Если шов «чувствует себя» нормально, его не надо ничем обрабатывать. А вот обезболивающее кролику, а особенно крольчихе, отнюдь не помешало бы. Боль может замедлить послеоперационную реабилитацию животного, мешая как его питанию, так и личной гигиене.

Несмотря на то, что через пару дней кролик потребует активного движения по комнате, пока не позволяйте ему этого: может быть задето и травмировано место разреза.

Пусть вас не волнует, если заметите припухлость мошонки. Если это наблюдается не больше двух недель, то считается нормой.

После кастрации кроликов нельзя поселять вместе с крольчихами «детородного» возраста. Дело в том, что у прооперированного самца сперма, оставшаяся в семявыводящих протоках, еще долго сохраняет свои свойства, а уровень тестостерона не сразу снизится до «нуля», потому кролик еще в течение 3-4 недель будет предпринимать попытки спаривания, и крольчиха может забеременеть.

Цена вопроса

Операция по стерилизации или кастрации, естественно, процедура платная. То, сколько она стоит, отличается в разных городах и даже в разных клиниках. В частных ветучреждениях цена, как правило, выше, чем в государственных.

Кастрировать самца дешевле, чем самку. Это еще может зависеть и от породы ушастика. Нередко она равна или превышает цену самого «пациента». Стоимость только собственно хирургической манипуляции начинается от 2000 рублей . Надо добавить еще цену анестезии, расходных материалов, медикаментов, капельницы, а также дополнительных исследований – УЗИ, анализов, эхо- и электрокардиограмму. Не исключено, что придется на какое время оставить домашнего любимца в стенах клиники.

Не следует сбрасывать со счетов и такие статьи расходов как транспортировка туда–обратно, предварительная консультация ветеринара и его же итоговый осмотр, а также покупка защитных приспособлений (бандажа/воротника).

Если вы счастливый обладатель пары-тройки декоративных кроликов, то во избежание проблемы кроличьего перенаселения должны заранее непременно решить для себя, как поступить с половыми интересами своих питомцев и какой из выходов вам покажется более гуманным – стерилизация или кастрация, изучив советы и отзывы специалистов и коллег по хобби.

Вконтакте

УДК 619:636.92:615.211

Инъекционные препараты и их сочетания, используемые для анестезии кроликов

Инъекционные препараты используют для введения кроликов в анестезию при проведении различных диагностических и лечебных процедур. Их применение возможно как самостоятельно, так и перед ингаляционными препаратами. Для инъекционной анестезии, в отличие от ингаляционной, не требуется специального оборудования, по этой причине многие ветеринарные врачи вынужденны использовать этот метод. В настоящее время чаще используются различные сочетания препаратов для инъекционной и ингаляционной анестезии.

Накопленный опыт свидетельствует, что многие средства, применяемые для седации, анестезии и анальгезии можно использовать и для кроликов, но эффективные и безопасные дозы препаратов, их фармакодинамика, применение комбинаций препаратов, имеет значительные особенности. Ниже описываются некоторые препараты и их сочетания, действие которых на организм кроликов изучено и которые могут представлять интерес для ветеринарных врачей в нашей стране.

Ацепромазин ( Acepromazine maleate) - производное фенотиазина, оказывает угнетающее воздействие на центральную нервную систему. Это ингибитор допамина, альфа-адренергический блокатор со слабой антимускариновой активностью. Основным при использовании ацепромазина в ветеринарии является его транквилизирующий эффект, к дополнительным, относят противоаритмический эффект и спазмолитическое действие. Он обычно используется для премедикации у животных многих видов. Ацепромазин оказывает гипотензивное действие и не обладает анальгетической активностью. Доза для кроликов в качестве транквилизатора 1 мг/кг в/м, эффект должен наступить в течение 10 минут и длиться 1-2 часа . Ghaffari MS et al., (2009) установили, что ацепромазин в обычной дозе уменьшает у кроликов продукцию слезной жидкости . У кроликов ацепромазин можно использовать для премедикации перед применением газового наркоза. Его можно применять в комбинации с буторфанолом для лучшего седативного эффекта.

Ксилазин (Xylazine) - является антагонистом альфа 2 -адренорецепторов, обладает у кроликов умеренным седативным и незначительным анальгетическим эффектом. Вызывает релаксацию скелетной мускулатуры посредством центрального действия. Раньше его использовали как монопрепарат или в комбинации с кетамином. Эта комбинация вызывает угнетение дыхания и сердечно-сосудистой системы, а в высоких дозах - сердечную аритмию и высокую смертность кроликов . Атипамезол — альфа адренергический блокатор - можно использовать как антагонист, для прекращения действия ксилазина.

Медетомидин (Medetomidine (Domitor, Pfizer) - более специфический альфа 2 агонист, чем ксилазин, с меньшим количеством побочных эффектов. Он значительно дороже и для кроликов требуются большие дозы, чем для животных других видов. Медетомидин можно использовать для премедикации или в сочетании с кетамином для хирургического наркоза . Медетомидин вызывает сужение периферических сосудов, изменяя кровоснабжение слизистых оболочек, так что ошибочно можно определить, что у животного цианоз. При использовании медетомидина часто развивается гипоксия, так что весь период анестезии необходимо применение кислорода .

Вызываемая медетомидином вазоконстрикция может препятствовать работе пульсоксиметра и венепункции для взятия крови и проведения инфузионной терапии. Этот препарат вызывает хорошее расслабление гортани, облегчающее эндотрахеальную интубацию. Он не вызывает угнетение дыхания и восстановление обычно происходит в течение трех часов. Восстановление можно ускорить применением атипамизола .

Буторфанол (Butorphanol) - синтетический антагонист-агонист опиатных рецепторов. Анальгетический эффект в 3-5 раз превышает действие морфина у человека и более чем в 30 раз у крыс . У кроликов буторфанол вызывает анальгезию и легкую седацию, не вызывает угнетение дыхания, если не использовать высокие дозы . Применяют для снятия послеоперационной боли в дозе 0,4 мг/кг перорально каждые 4-6 часов. В нескольких исследованиях было доказано, что использование высоких доз буторфанола вызывает меньший анальгетический эффект, чем более низких . Период полувыведения буторфанола у кроликов в дозе 0,5 мг/кг составляет 1,64 часа после внутривенного применения и 3,16 часа после подкожного . Буторфанол можно использовать для устранения угнетающего воздействия на дыхание µ- агонистов, таких, как фентанил, морфин и пефидин. Буторфанол (0,05 мг/кг подкожно или внутримышечно) используют в комбинации с медетомидином и кетамином для хирургического наркоза . Его также можно использовать в комбинации с ацепромазином для седации . Это сочетание вызывает вазодилятацию, что облегчает взятие крови и внутривенные инъекции.

Пропофол (Propofol) является гипнотическим препаратом короткого действия, не имеющим сходства с препаратами для общей анестезии, механизм действия не ясен . Как препарат, используемый для введения в анестезию, он имеет много преимуществ, включая глубокое гипнотическое воздействие и терапевтическую широту, быстрое начало действия и быстрое восстановление . Повторные дозы не накапливаются и пропофол можно использовать для поддержания анестезии путем длительной инфузии. Baumgartner CM et al. (2009) с этой целью применяли пропофол в дозе 4,0-8,0 мг/кг внутривенно, для поддержания анестезии 1,2-1,3 мг/кг/мин . Доза 5-14 мг/кг дает достаточно времени опытному анестезиологу для проведения интубации . После введения возможно кратковременное апноэ, а при применении высоких доз остановка дыхания.

Исследования Dikmen B. et al. (2010) показали, что использование пропофола предпочтительнее, чем кетамина у животных с почечной недостаточностью . Zhu T et al. (2008) установили, что пропофол усиливает печеночный кровоток . По данным Fudickar A. et al. (2009) введение пропофола вызывает такие негативные последствия, как острую брадикардию, асистолию, гиперлипемию и метаболический ацидоз, рабдомиолиз и миоглобинурию, которые описывают как Propofol infusion syndrome (PRIS). Пропофол не рекомендуется для длительной анестезии кроликов . В опытах Chen WH et al. (2006) пропофол оказывал прямое воздействие на сердце кроликов, вызывая резкое снижение артериального давления и брадикардию .

Кетамин (Ketamine) - диссоциативный препарат, который используют как единственный для введения в наркоз или в комбинации с другими препаратами для введения в наркоз и его поддержания. Кетамин вызывает симпатомиметический эффект, заключающийся в увеличении частоты сердечных сокращений, сердечного выброса и кровяного давления. Внутримышечное введение кетамина в дозе 40 мг/кг через 6,0 +/- 0,5 минут вызывало у кроликов анестезию продолжительностью 36,0+/-0,9 минут. Предварительное внутримышечное введение витамина С в дозе 30, 60 и 240 мг/кг сокращало время введения в наркоз и продлевало анестезию до 5,0 +/- 0,06 и 37,0 +/- 0,7; 4,0 +/- 0,5 и 39,0 +/- 0,6; 2,0 +/- 2,3 и 44,0 +/- 0,8 минут соответственно .

Исследования показали, что применение кетамина в дозе 10 мг/кг внутривенно у кроликов с травмой спинного мозга защищает его от ишемии и препятствует снижению уровня антиоксидантов .

Кетамин не устраняет окулярный, ларингеальный и глотательный рефлексы. Плохое мышечное расслабление делает кетамин непригодным для применения в качестве монопрепарата для анестезии перед хирургическими операциями, его применяют в комбинации с ксилазином или другими препаратами. Комбинации кетамин/диазепам и кетамин/ацепромазин увеличивают у кроликов внутриглазное давление .

Тилетамин/золазепам (tiletamine/zolazepame) - тилетамин - инъекционный анестетик, химически сходный с кетамином, золазепам - слабый диазепиновый транквилизатор. Фармакологическое действие комбинированного препарата сходно с кетамином и диазепамом. Пригодность тилетамин/золазепама для анестезии кроликов изучали Brammer DW et al. (1991). Внутримышечное введение 32 и 64 мг/кг препарата не вызвало анестезии и привело к нефротоксическому эффекту с развитием почечной недостаточности в течение 5 дней. Исследователи пришли к выводу, что этот препарат противопоказан кроликам . Нефротоксичность тилетамин/золазепама для кроликов установлена и в исследовании Doerning BJ. et al. (1992) . Данные о неспособности тилетамин/золазепама вызывать анестезию кроликов получены Dupras J. et al. (2001) . В то же время, необходимо учитывать невозможность легального использования многих препаратов, применяемых во всем мире, в нашей стране. Если ветеринарная клиника не оборудована аппаратурой для использования ингаляционной анестезии, и не имеет разрешения на использование кетамина, одним из немногих препаратов выбора в таком случае остается тилетамин/золазепам который необходимо комбинировать с другими лекарственными средствами.

Кетамин и ксилазин.

При минимально инвазивных процедурах продолжительностью не более 30-40 минут, кетамин в дозе 35 мг/кг в смеси с ксилазином 5 мг/кг вводят внутримышечно или подкожно. После введения в наркоз, кролика можно интубировать и, при необходимости, подключить к аппарату искусственного дыхания. Поддержание анестезии до 3 часов обеспечивается внутривенным введением смеси кетамин/ксилазин (10+2 мг/кг) .

Кетамин, ксилазин и ацепромазин.

Hobbs BA. et al. (1991) установили, что комбинация кетамин/ксилазин с ацепромазином предпочтительнее, если необходима продолжительная операция, в их исследовании период анестезии составлял 60-120 минут . Но эта комбинация при внутримышечном введении вызвала периневральное воспаление и фиброз у 4 кроликов из 6 в исследовании, проведенном в 1999 г. Vachon P. .

Медетомидин и кетамин.

Смесь медетомидин/кетамин в дозе 0,35 мг/кг + 5 мг/кг при внутривенном введении обеспечивает хирургический наркоз продолжительностью не менее 35 минут . Внутривенное введение атипамезола прекращает действие этих препаратов. Проведенные на кроликах исследования (Kim MS et al. 2004) показали, что оптимальными для реверсии наркоза являются равная или двойная доза атипамизола .

Кетамин, медетомидин и изофлюран.

Кетамин в дозе 15 мг/кг и медетомидин 0,25-0,5 мг/кг подкожно или внутримышечно в сочетании с изофлюраном 1,5-2,0% обеспечивают достаточную степень наркоза для проведения орхиэктомии и овариоэктомии. Подкожная инъекция переносится легче, но после внутримышечного введения индукция в анестезию происходит быстрее. Атипамезол является эффективным антагонистом, в дозе 0,5-1,0 мг/кг, быстрее действует при внутримышечном введении по сравнению с подкожным ускоряет восстановление кролика .

Кетамин и ксилазин с буторфанолом.

В исследовании Marini RP et al. (1992) кетамин/ксилазин в дозе 35 мг/кг+5 мг/кг применяли вместе с буторфанолом 0,1 мг/кг. Включение в эту комбинацию буторфанола продлевало анестезию в 1,4-1,6 раза с 77 до 99 мин. .

Медетомидин, кетамин и буторфанол с изофлюраном.

Сочетание медетомидина, кетамина и буторфанола используют для непродолжительных процедур, таких как подрезка резцов или рентгенография. Его также можно использовать для введения в анестезию перед применением ингаляционной анестезии при более длительных процедурах, таких как обработка коренных зубов, удаление резцов, в этих случаях необходима интубация, так как использование лицевой маски невозможно . Ингаляционную анестезию также рекомендуем при промывании слезного канала.

Медетомидин в дозе 0,2 мг/кг в сочетании с 10 мг/кг кетамина и 0,5 мг/кг буторфанола вводят подкожно. Это составляет 0,2 мл/кг Domitor (Pfizer), 0,1 мл/кг кетамина и 0,05 мл/кг Torbugesic (Fort Dodge). Инъекция обычно переносится болезненно, действие препаратов начинается через 5-10 минут и продолжается приблизительно 20 минут. Полное восстановление происходит за 2-4 часа .

В конце операции, действие медетомидина можно снять атипамезолом 1 мг/кг (0,1 мл/кг) (Antisedan (Pfizer). Период действия атипамезола составляет 15-40 минут. Анальгетическое действие медетомидина также снимается атипамезолом. Если не вводить атипемезол, восстановление после анестезии происходит через 1-2 часа.

Тилетамин/золазепам и ксилазин.

Dupras J. et al. (2001) изучили возможность использования комбинации тилетамин/золазепама в дозе 20 мг/кг в сочетании с ксилазином 3 мг/кг. при внутримышечном введении. Введение в анестезию продолжалось около 3 мин., продолжительность анестезии составила в среднем 109,4 мин. В связи со способностью ксилазина вызывать существенную гипоксию, исследователи указывают на обязательное обеспечение кролика кислородом .

Разина А.В и др. (2010) рекомендуют внутримышечное ведение рометара в дозе 4,0-6,0 мг/кг с последующим (через 20 мин.) внутримышечном введении тилетамин/золазепама в дозе 5-10 мг/кг. Через 5 мин. После внутримышечного введения золетила наступала полная релаксация мышц, отсутствовали корнеальный рефлекс и болевая чувствительность, зрачок расширялся. Анестезия продолжалась около 30 мин., через 1,5 часа кролик передвигался самостоятельно.

Таблица - Препараты и их сочетания, рекомендуемые для седации и анестезии кроликов

Препараты	Доза (мг/кг)	Действие	Способ применения	Продолжительность действия
ацепромазин		седация, не вызывает анальгезию
ацепромазин + буторфанол		седация и анальгезия
буторфанол + медетомидин + кетамин		анестезия		20-30 минут, восстановление 1-4 часа
кетамин + ксилазин		анестезия		30-40 минут, восстановление 1-2 часа
кетамин + ксилазин + буторфанол		анестезия		40-60 минут восстановление 1-2 часа
кетамин + ксилазин + ацепромазин		анестезия		25-40 минут, восстановление 1-2 часа
кетамин + ацепромазин		анестезия
кетамин + медетомидин		анестезия		не менее 35 минут
пропофол		гипнотическое		для поддержания анестезии 1,2-1,3 мг/кг/мин
ацепромазин + буторфанол + пропофол		седация и анальгезия		для поддержания анестезии пропофол 1,2-1,3 мг/кг/мин
тилетамин/золазепам + ксилазин		анестезия
ксилазин + тилетамин/золазепам		анестезия		30 мин, восстановление 1,5 часа

Таким образом, существующие в настоящее время препараты и возможность их использования в различных сочетаниях позволяют, в большинстве случаев, выбрать метод анестезии в соответствии с состоянием кролика, характером и продолжительностью запланированной операции. При этом значительную роль играет оборудование ветеринарной клиники и опыт врача.

Кандидат ветеринарных наук, доцент кафедры болезней птиц, рыб, пчел и пушных зверей фБгоу впо «Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины», Центр ветеринарной медицины “Ветус”.

Литература
	Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002.- 856 с.
	Разина А.В. Оптимизация метода общей анестезии на кроликах / А.В. Разина, А.И. Фролова, М.А. Сергеева //Актуальные вопросы ветеринарной биологии.- 2005.- №1(5).-С.32-35
	Baumgartner CM, Koenighaus H, Ebner JK, Henke J, Schuster T, Erhardt WD. Cardiovascular effects of fentanyl and propofol on hemodynamic function in rabbits // Am J Vet Res. 2009 Mar;70(3):409-17.
	Brammer DW, Doerning BJ, Chrisp CE, Rush HG. Anesthetic and nephrotoxic effects of Telazol in New Zealand white rabbits // Lab Anim Sci. 1991 Oct;41(5):432-5.
	Cooper, J.E. Anaesthesia of exotic species. In Manual of Aneasthesia for Small Animal Practice // (A.D.R. Hilbery, ed.). British Small Animal Veterinary Association. 1989. - 144 р.
	Chang C, Uchiyama A, Ma L, Mashimo T, Fujino Y. A comparison of the effects on respiratory carbon dioxide response, arterial blood pressure, and heart rate of dexmedetomidine, propofol, and midazolam in sevoflurane-anesthetized rabbits // Anesth Analg. 2009 Jul;109(1):84-9.
	Chen WH, Lee CY, Hung KC, Yeh FC, Tseng CC, Shiau JM. The direct cardiac effect of propofol on intact isolated rabbit heart // Acta Anaesthesiol Taiwan. 2006 Mar;44(1):19-23.
	Cruz FS, CarregaroAB, Raiser AG, Zimmerman M. Total intravenous anesthesia with propofol and S(+)-ketamine in rabbits // Vet Anaesth Analg. 2010 Mar;37(2):116-22.
	Dikmen B, Yagmurdur H, Akgul T, Astarci M, Ustun H, Germiyanoglu C. Preventive effects of propofol and ketamine on renal injury in unilateral ureteral obstruction // J Anesth. 2010 Feb;24(1):73-80.
	Doerning BJ, Brammer DW, Chrisp CE et al: Nephrotoxicity of Tiletamine in New Zealand White rabbits // Lab Anim Sci, 1992; 42(3):267-269.
	Dupras J, Vachon P, Cuvelliez S, Blais D. Anesthesia of the New Zealand rabbit using the the combination of tiletamine-zolazepam and ketamine-midazolam with or without xylazine // Can Vet J. 2001 Jun;42(6):455-60.
	Elsa A, Ubandawaki S. Ketamine anaesthesia following premedication of rabbits with vitamin C // J Vet Sci. 2005 Sep;6(3):239-41.
	Flecknell, P.A. The relief of pain in laboratory animals // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
	Flecknell, P.A. Anaesthesia // In Manual of Rabbit Medicine and Surgery. 2000; (P.A. Flecknell, ed.) pp 103-116.
	Flecknell, P.A., John, M., Mitchell, M. et al. Neuroleptanalgesia in the rabbit // Lab Anim., 1983; 17, 104-109.
	Fudickar A, Bein B. Propofol infusion syndrome: update of clinical manifestation and pathophysiology // Minerva Anestesiol. 2009 May;75(5):339-44.).
	Ghaffari MS, Moghaddassi AP, Bokaie S. Effects of intramuscular acepromazine and diazepam on tear production in rabbits // Vet Rec. 2009 Jan 31;164(5):147-8.
	Ghaffari MS, Moghaddassi AP. Effects of ketamine-diazepam and ketamine-acepromazine combinations on intraocular pressure in rabbits // Vet Anaesth Analg. 2010 May;37(3):269-72.
	Hellebrekers, L.J., de Boer, E.J., van Zuylen, M.A., Vosmeer H. A comparison between medetomidine-ketamine and medetomidine-propofol anaesthe- sia in rabbits // Lab Anim., 1997; 31, 58-69.
	Hobbs BA, Rolhall TG, Sprenkel TL, Anthony KL. Comparison of several combinations for anesthesia in rabbits // Am J Vet Res. 1991 May;52(5):669-74.
	Kim MS, Jeong SM, Park JH, Nam TC, Seo KM. Reversal of medetomidine-ketamine combination anesthesia in rabbits by atipamezole // Exp Anim. 2004 Oct;53(5):423-8.
	Marini RP, Avison DL, Corning BF, Lipman NS. Ketamine/xylazine/butorphanol: a new anesthetic combination for rabbits // Lab Anim Sci. 1992 Feb;42(1):57-62.
	Martinez MA, Murison PJ, Love E. Induction of anaesthesia with either midazolam or propofol in rabbits premedicated with fentanyl/fluanisone // Vet Rec. 2009 Jun 27;164(26):803-6.
	Mason D.E. Anesthesia, analgesia, and sedation for small mammals // In Ferrets, Rabbits and Rodents, Clinical Medicine and Surgery. (E.V. Hillyer, K.E. Quesenberry, eds). 1997. - pp 378-391.
	Murphi KL, Roughan JV, Baxter MG, Flecknell PA. Anaesthesia with a combination of ketamine and medetomidine in the rabbit: effect of premedication with buprenorphine // Vet Anaesth Analg. 2010 May;37(3):222-9. Epub 2010 Mar 10.
	Ohya M, Taguchi H, Mima M, Koumoto K, Fukae T, Uchida M. Effects of morphine, buprenorphine and butorphanol on airway dynamics of the rabbit // Masui. 1993 Apr;42(4):498-503.
	Orr HE, Roughan JV, Flecknell PA. Assessment of ketamine and medetomidine anaesthesia in the domestic rabbit // Vet Anaesth Analg. 2005 Sep;32(5):271-9.
	Portnoy, L.G., Hustead, D.R. Pharmacokinetics of butorphanol tartrate in rabbits // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
	Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding - Saunders Manual of Small Animal Practice, Third Edition, 2005.- 2008 p.
	Vachon P. Self mutilation in rabbits following intramuscular ketamine-xylazine-acepromazine injections // Can Vet J. 1999 Aug;40(8):581-2.
	Wixson, S.K. Anesthesia and analgesia. In The Biology of the Laboratory Rabbit, Academic Press, 2nd edn. 1994 (P.J. Manning and D.H. Ringler, eds). pp 87-109.
	Yershov AL, Jordan BS, Fudge JM, Dubick MA. Influence of the mode of ventilation on ketamine/xylazine requirements in rabbits // Vet Anaesth Analg. 2007 May;34(3):157-63.
	Yu QJ, Zhou QS, Huang HB, Wang YL, Tian SF, Duan DM. Protective effect of ketamine on ischemic spinal cord injury in rabbits // Ann Vasc Surg. 2008 May-Jun;22(3):432-9.
	Zhu T, Pang Q, McCluskey SA, Luo C. Effect of propofol on hepatic blood flow and oxygen balance in rabbits // Can J Anaesth. 2008 Jun;55(6):364-70.

Почему кроликов кастрируют или стерилизуют:
-Считается, что кастрированные и стерилизованные кролики обладают более крепким здоровьем, а следовательно и живут дольше. Стерилизацией крольчих вы фактически устраняете риск получения раковых заболеваний репродуктивных органов самок. Кастрированный самец же проживет гораздо дольше и получит меньше увечий из-за того, перестанет пытаться драться с другим домашними животными (другие кролики, коты и пр.).
—Кастрированные и стерилизованные кролики более дружелюбные и компанейские. Они спокойнее, боле ласковые, предсказуемые. Кроме того, кроли совершают куда меньше поломок в доме (меньше грызут мебель и роют норы в коврах), снижается агрессия (попытки укусить, поцарапать, нарычать на хозяев, вырваться и убежать). После операции они
-Перестают метить. После кастрации и стерилизации кролики, как самцы, так и самки, перестают метить территорию и гораздо легче приучаются ходит в туалет в одно место, нежели до этого.
—Кастрация и стерилизация кроликов – это своего рода ваш в вклад в контроль за рождаемостью животных. Более 15000 замечательных домашних животных, таких как кошки, кролики, собаки ежегодно погибают в нашей стране (в данном контексте США) от холода и голода будучи оставленными своими хозяевами на произвол судьбы. Многие животные погибают от того, что их выпускают в лесопарки или просто на улицу, где они лишены пищи и погибают от болезней, а также являются легкой добычей для других животных и или погибают перебегая дорогу. Вовсе не факт, что крольчата, которых вы сдадите в зоомагазин обретут лучшую долю. Т.к. они будут проданы как товар первому попавшему покупателю и никто не будет проверять для какой цели покупаются животные. Многие крольчата пойдут на корм змеям или будут куплены в качестве утехи для ребенка, которому вскоре надоест.
—Кастрированные и стерилизованные куда более благодушно и игриво относятся к новым друзьям. Кролики социальные животныи и она с удовольствием дружат с другими кроликами. Но пока они не стерилизованы, к сожалению они не могут относится к другому кролику как к другу, по причине сексуальных домогательств (к противоположному полу) или агрессии к кроликам того же пола, что вызвано гормонами.
—Операции по кастрации и стерилизации кроликов — безопасны (при условии, если вы обратились к опытному ветеринару). Ассоциация домашних кроликов www.rabbit.org сталкивалось с подобными операциями более тысячи раз. Смертельные случаи составляют примерно 0.1% от подобных операции, основная причина – анестезия. Опытный ветеринар специализирующий на кроликах проведет такую операцию практически без риска для здоровья вашего питомца. Не позволяйте ветеринару с низким стажем или не имеющего опыта большого опыта проводит подобные операции вашему питомцу.
Действительно ли операция безопасна для кроликов?
Подобная операция также безопасна для кроликов, как и для других животных. К сожалению, большинство ветеринаров не владеют техникой проведения безопасных операций для кроликов. Не позвольте, неопытному ветеринар или ветеринару который не работал с кроликами проводить операцию вашими питомцу. А также необходимо правильно ухаживать за кроликом до и после операции.
В каком возрасте кролика можно проводить операцию?
Самкам можно проводить операцию после наступления половой зрелости в 4 месяца, но большинство ветеринаров предпочитают дождаться шестимесячного возраста, так как для более молодых кроликов операция может менее безлопастной. Самцов кастрируют начиная с 3.5 месяцев, как только у них опустятся яичники, но большинство ветеринаров советуют подождать до пяти месяцев.
С какого возраста уже поздно проводить данную операцию?
Ветеринары считают по-разному, но в одном их мнения сходятся: после шестилетнего возраста как наркоз, так и сама операция становятся более опасными для здоровья. Эта идея всега своевременна, единственное, если ваш кролик старше двух лет, стоит сделать предварительное обследование особенно сердечно-сосудистой системы. Обследование может обойтись вам гораздо дороже самой операции, но оно может выявить причины по которым операция могла бы быть более опасной для вашего питомца. Предварительно обследование особенно важно для выбора наркоза.
Как определить, была ли стерилизована самка у предыдущих хозяев или заводчика?
Велика вероятность того, что самка не была стерилизована. Можно побрить низ живота и посмотреть есть ли там шрам. Однако современные технические приемы позволяют ветеринарам проводить подобные операции без шрамов. Есть шанс, что ветеринар поставит клеймо на животе, свидетельствующее о проведенной операции, но это маловероятно. Поэтому единственный способ это проверить э то еще одна операция.
Какие вопросы мне стоит задать в ветеринарной клинике ветеринару?
Сколько хозяев кроликов обращается к вам в год?
Сколько операций по кастрации/стерилизации кроликов данный ветеринар провел за последний год?
Каков процент удачных операций? 90% успешных операций – это слишком маленький процент для такого рода операций. Любой доктор, ветеринар или человеческий, теряет пациента по случайности, как правило, из-за не диагностированного заболевания или недуга. Ветеринары по всей стране (США), кастрировавшие/стерилизовавшие кроликов для House Rabbit Society потеряли жизни менее 0,5% от общего числа прооперированных животных. — Если были летальные случаи, то что явилось причиной?
Удаляет ли врач и яичники, и матку? (ветеринар должен удалить оба органа)
Врач делает «открытую» или «закрытую» операцию по кастрации? (Закрытая предпочтительнее – позвольте врачу объяснить разницу).
Хирургический проход (entry) к яичкам будет сделан через мошонку или через брюшную полость? (Проход через брюшную полость необоснованно повышает травму кролика самца).
Требует ли ветеринар воздерживать животное от еды и питья до операции? (Лучше этого не делать – кролика не может вырвать, так что этого не стоит опасаться во время операции, и нельзя позволять, чтобы у кролика полностью опустошался пищеварительный тракт).
Какие анестетики будут использоваться? (Многие ветеринары весьма успешно проводят операции с использованием иного, чем изофлуран, анестетика. Но после них кролик будет как пьяный («hung over”), и, скорее всего не сможет долгое время после операции есть, что в свою очередь повлечет серьезные проблемы, если вовремя не заняться их решением.
Обсудите с ветеринаром операционный и послеоперационный уход. Узнайте, как будут выявляться возможные проблемы, как часто ветеринар или его помощник сможет зайти проведать вашего малыша? Будут ли они что-либо предпринимать для установления возможных послеоперационных проблем? Какой уход будет предоставлен вашему питомцу непосредственно после операции: кислород, тепло, покой (лающие собаки и мяукающие кошки в соседних клетках – не самый лучший вариант). Что врачи будут предпринимать для приведения кролика в чувства?! Задавайте вопросы! Это привлечет внимание ветеринара. Дайте ему понять, что вы озабочены здоровьем своего питомца и будете строго следить за его действиями.
Какой до- и послеоперационный уход следует предоставить кролику?
Давайте своему кролику ацидофилин пару дней до операции, просто чтобы быть уверенным, что у кролика все в порядке с пищеварительной системой.
Ни в коем случае не меняйте его рацион. После операции давайте также ацидофилин, пока аппетит не придет в норму.
Ежедневно проверяйте швы. После кастрации мошонка может быть наполнена жидкостью. Теплый компресс будет весьма кстати, но чрезмерно волноваться не стоит. Если появится намек на инфекцию, срочно покажите кролика ветеринару.
Держите прооперированную самку отдельно от самцов (кастрированных или нет не имеет значения), поскольку ей может быть нанесена серьезная травма, если самец попытается покрыть ее. После операции следите за тем, чтобы было тихо и спокойно, чтобы кролик не испугался и не запаниковал, не провоцируйте акробатические пируэты, но позвольте кролику свободно передвигаться в обжитом месте – кролик сам знает, что ему причинит боль, а что нет.
Многие ветеринары оставляют кроликов в клинике на ночь. Если же ветеринар разрешает вам забрать кролика домой, то вам необходимо знать следующее:
-Многие самцы, после операции возвращаясь домой, надеются обнаружить вкусный ужин, убедитесь, что у них есть любимые гранулы, вода и пучок свежего сена (хорошая свежая люцерна поможет кролику восстановить аппетит).
-Многие самки предпочитают, чтобы их оставили в покое, они не проявляют аппетита и будут тихо сидеть в дальнем углу клетки или в том уголке дома, где они будут уверены, что их не потревожат.
На следующее утро или к вечеру следующего после операции дня необходимо, чтобы кролик что-нибудь поел. Не имеет значения, что и сколько, так как с поступлением пищи пищеварительный тракт будет продолжать работать. Если кролик все-таки не ест, то, в крайнем случае, приготовьте ему смесь из кроличьих гранул (1 часть гранул и 2 части воды, тщательно измельчите в блендере, добавьте ацидофилин и кормите маленькими порциями через шприц (без иглы) с боковой стороны рта кролика). Самка случайно может снять швы. Наложите швы снова, а после соорудите повязку, обвернув вокруг ее живота столовое полотенце и закрепив его с помощью эластичного бандажа. Проследите, чтобы крольчиха могла свободно дышать, но чтобы бандаж был четко зафиксирован.