Trabajo de laboratorio Propiedades fisiológicas de la membrana celular. Comparación de la permeabilidad de la membrana de células vivas y muertas. literatura para estudiantes

1. Membranas celulares, sus tipos. Propiedades de las membranas. Funciones de las membranas.

Los estudios morfológicos y fisiológicos han demostrado que la membrana celular juega un papel importante en el funcionamiento de la célula.

Estructuras de membrana: núcleo, complejo de Golgi, ER, etc.

Membrana Es una estructura delgada con un espesor de 7 nm. En cuanto a su composición química, la membrana contiene 25% proteínas, 25% fosfolípidos, 13% colesterol, 4% lípidos, 3% carbohidratos.

estructuralmente La membrana se basa en una doble capa de fosfolípidos. Una característica de las moléculas de fosfolípidos es que tienen partes hidrofílicas e hidrofóbicas. Las partes hidrófilas contienen grupos polares (grupos fosfato en los fosfolípidos y grupos hidróxido en los colesteroles). Partes hidrófilas dirigido hacia la superficie. A hidrofóbico (colas gordas) se dirigen hacia el centro de la membrana.

La molécula tiene dos colas grasas y estas cadenas de hidrocarburos se pueden encontrar en dos configuraciones. Alargado - configuración trans(cilindro 0,48 nm). El segundo tipo es la configuración gauche-trans-gauche. En este caso, las dos colas gruesas divergen y el área aumenta a 0,58 nm.

En condiciones normales, las moléculas de lípidos tienen una forma cristalina líquida. Y en este estado tienen movilidad. Además, ambos pueden moverse dentro de su capa y darse la vuelta. A medida que la temperatura disminuye, la membrana pasa de un estado líquido a un estado gelatinoso, y esto reduce la movilidad de la molécula.

Cuando una molécula de lípido se mueve, se forman microtiras, que se llaman reyes, en las que se pueden capturar sustancias.. La capa lipídica de la membrana es una barrera para las sustancias solubles en agua, pero permite el paso de sustancias solubles en lípidos..

Además de los lípidos, la membrana también contiene moléculas de proteínas. Se trata principalmente de glicoproteínas.

Las proteínas integrales atraviesan ambas capas.. Otro Las proteínas están parcialmente sumergidas en la capa exterior o interior. Se llaman proteínas periféricas..

Este modelo de membrana se llama modelo de cristal líquido. Funcionalmente, las moléculas de proteínas realizan funciones estructurales, de transporte y enzimáticas. Además, forman canales iónicos con un diámetro de entre 0,35 y 0,8 nm a través de los cuales pueden pasar los iones. Los canales tienen su propia especialización. Las proteínas integrales participan en el transporte activo y la difusión facilitada.

Las proteínas periféricas en el lado interno de la membrana se caracterizan por una función enzimática. En el interior se encuentran funciones antigénicas (anticuerpos) y receptoras.

Cadenas de carbono pueden unirse a moléculas de proteínas y luego se forman glicoproteínas. O a los lípidos, entonces se les llama glicolípidos.

Funciones principales Las membranas celulares serán:

1. Función de barrera

2. Transferencia pasiva y activa de sustancias.

3. Función metabólica (debido a la presencia de sistemas enzimáticos en ellos)

4. Las membranas participan en la creación de potenciales eléctricos en reposo y, cuando se excitan, corrientes de acción.

5. Función de los receptores.

6. Inmunológico (asociado a la presencia de antígenos y producción de anticuerpos).

7. Proporcionar interacción intercelular e inhibición del contacto.

Cuando células homogéneas entran en contacto, se inhibe la división celular. Esta función se pierde en las células cancerosas. Además, las células cancerosas entran en contacto no sólo con sus propias células, sino también con otras células, infectándolas.

Función de la permeabilidad de la membrana. Transporte.

El transporte de sustancias a través de membranas puede ser pasivo o activo.

Transferencia pasiva las sustancias pasan a través de las membranas sin consumo de energía en presencia de gradientes (diferencias en las concentraciones de sustancias, diferencias en el gradiente electroquímico, en presencia de un gradiente de presión y un gradiente osmótico). En este caso, el transporte pasivo se realiza mediante:

Difusión.

Filtración. Se lleva a cabo en presencia de una diferencia de presión hidrostática.

Ósmosis. Durante la ósmosis, el disolvente se mueve. Es decir, el agua de una solución pura pasará a una solución con mayor concentración.

En todos estos casos no se produce ningún consumo de energía. Las sustancias pasan a través de los poros de la membrana.

Hay poros con conductividad lenta en la membrana, pero no hay muchos poros de este tipo en la membrana. La mayoría de los canales de la membrana también tienen un mecanismo de compuerta en su estructura que cierra el canal. Estos canales se pueden controlar de dos maneras: responder a cambios de carga (canales eléctricamente excitables o dependientes de voltaje). En otro caso, la puerta del canal se abre cuando se une una sustancia química (quimioexcitable o dependiente de ligando).

Transferencia activa sustancias a través de la membrana está asociado con el transporte de sustancias contra un gradiente.

Para el transporte activo se utilizan proteínas integrales que tienen funciones enzimáticas. El ATP se utiliza como energía. Las proteínas integrales tienen mecanismos especiales (proteínas) que se activan cuando la concentración de una sustancia aumenta fuera de la célula o cuando disminuye en el interior.

Corrientes de reposo.

Potencial de membrana. La membrana está cargada positivamente por fuera y negativamente por dentro. 70-80 mV.

La corriente de falla es la diferencia de carga entre el dañado y el no dañado.. El dañado tiene carga negativa en relación con el intacto.

La corriente metabólica es la diferencia de potenciales debido a la intensidad desigual de los procesos metabólicos.

El origen del potencial de membrana se explica en términos de teoría del ion de membrana, que tiene en cuenta la permeabilidad desigual de la membrana a los iones y la diferente composición de iones en el líquido intracelular e intercelular. Se ha establecido que tanto el líquido intracelular como el intercelular tienen la misma cantidad de iones positivos y negativos, pero la composición es diferente. Líquido externo: Na+, Cl - Líquido interno: K+, A - (aniones orgánicos)

En reposo, la membrana es diferentemente permeable a los iones. El potasio tiene la mayor permeabilidad, seguido del sodio y el cloro. Las membranas no son permeables a los aniones orgánicos.

Debido a una mayor permeabilidad a los iones de potasio, estos abandonan la célula. Como resultado, la materia orgánica se acumula en su interior. aniones. El resultado es una diferencia de potencial (potencial de difusión del potasio) que continúa mientras pueda escapar.

El potencial de potasio calculado es -90 mV. Y el potencial práctico es -70 mV. Esto sugiere que otro ion también participa en la creación del potencial.

Para limitar el potencial en la membrana, la célula debe funcionar, porque el movimiento de los iones de potasio desde la célula y de los iones de sodio hacia la célula conduciría a una violación de la igualdad de signos. Las membranas están polarizadas. La carga exterior será positiva y la carga exterior será negativa.

El estado de carga eléctrica de la membrana.

Inversión o sobreimpulso: cambio del signo de la carga. Regreso a la carga original: repolarización.

Corrientes de excitación.

Cuando un estímulo actúa sobre la membrana, se produce una excitación a corto plazo. El proceso de excitación es local y se propaga a lo largo de la membrana y luego se despolariza. A medida que se mueve la excitación, se despolariza una nueva sección de la membrana, etc. La corriente de acción es una corriente bifásica.

En cada fase de la corriente de acción, se puede distinguir una respuesta local, que se reemplaza por un potencial máximo, y al potencial máximo le sigue un potencial traza negativo y positivo. Ocurre cuando se expone a un estímulo. Para explicar la acción actual, se propuso teoría del mon-membrana(Hodgey, Huxley, Katz). Ellos demostraron que El potencial de acción es mayor que el potencial de reposo.. Cuando un estímulo actúa sobre la membrana, la carga se desplaza hacia la membrana (despolarización parcial) y esto provoca la apertura de los canales de sodio. El sodio penetra en la célula, reduciendo gradualmente la carga en la membrana, pero el potencial de acción no surge con ninguna acción, sino solo con un valor crítico (cambio de 20-30 mV): despolarización crítica. En este caso, casi todos los canales de sodio se abren y en este caso el sodio comienza a penetrar en la célula como una avalancha. Se produce una despolarización completa. El proceso no se detiene aquí, sino que continúa ingresando al celular y cobra hasta +40. En la cima del potencial máximo, la puerta h se cierra. A este valor potencial, la puerta del potasio se abre en la membrana. Y como Ka+ es más grande por dentro, Ka+ comienza a salir de la celda, y la carga comenzará a volver a su valor original. Al principio va rápido y luego se ralentiza. Este fenómeno se llama potencial de cola negativo. Luego, la carga se restablece a su valor original y luego se registra un potencial de traza positivo, caracterizado por una mayor permeabilidad al potasio. Se produce un estado de hiperpolarización de la membrana (potencial de traza positivo) y el movimiento de los iones se produce de forma pasiva. Durante una excitación, 20.000 iones de sodio entran en la célula y 20.000 iones de potasio salen de la célula.

El mecanismo de bombeo es necesario para restablecer la concentración. Durante el transporte activo entran 3 iones de sodio positivos y salen 2 iones de potasio.

La excitabilidad de la membrana cambia y, por tanto, el potencial de acción. Durante la respuesta local, se produce un aumento gradual de la excitación. Durante la respuesta máxima, la excitación desaparece.

Con un potencial traza negativo, la excitabilidad volverá a aumentar, porque la membrana vuelve a estar parcialmente despolarizada. En la fase de potencial luminoso positivo, se produce una disminución de la excitabilidad. En estas condiciones, la excitabilidad disminuye.

Velocidad del proceso excitador - labilidad.. Una medida de labilidad: el número de excitaciones por unidad de tiempo.. Las fibras nerviosas reproducen de 500 a 1000 impulsos por segundo. Los diferentes tejidos tienen diferente labilidad.

2. Receptores, su clasificación: por localización (membrana, nuclear), por el mecanismo de desarrollo de los procesos (iono y metabotrópicos), por la velocidad de recepción de la señal (rápida, lenta), por el tipo de sustancias receptoras.

La recepción por parte de la célula de una señal de los mensajeros primarios está garantizada por proteínas receptoras especiales, cuyos mensajeros primarios son ligandos. Para garantizar la función del receptor, las moléculas de proteínas deben cumplir una serie de requisitos:

• tener alta selectividad por el ligando;
• la cinética de unión del ligando debe describirse mediante una curva de saturación correspondiente al estado de ocupación total de todas las moléculas receptoras, cuyo número está limitado en la membrana;
• los receptores deben tener especificidad tisular, reflejando la presencia o ausencia de estas funciones en las células del órgano diana;
• La unión del ligando y su efecto celular (fisiológico) deben ser reversibles y los parámetros de afinidad deben corresponder a las concentraciones fisiológicas del ligando.

Los receptores celulares se dividen en las siguientes clases:

• membrana
• receptor tirosina quinasa
• Receptores acoplados a proteína G
• canales iónicos
• citoplasmático
• nuclear

Los receptores de membrana reconocen moléculas de señalización grandes (por ejemplo, insulina) o hidrófilas (por ejemplo, adrenalina) que no pueden penetrar de forma independiente en la célula. Pequeñas moléculas de señalización hidrofóbicas (por ejemplo, triyodotironina, hormonas esteroides, CO, NO) pueden ingresar a la célula debido a la difusión. Los receptores de dichas hormonas suelen ser proteínas citoplásmicas o nucleares solubles. Después de que el ligando se une al receptor, la información sobre este evento se transmite a lo largo de la cadena y conduce a la formación de una respuesta celular primaria y secundaria.

Las dos clases principales de receptores de membrana son los receptores metabotrópicos y los receptores ionotrópicos.

Los receptores ionotrópicos son canales de membrana que se abren o cierran al unirse a un ligando. Las corrientes iónicas resultantes provocan cambios en la diferencia de potencial transmembrana y, como resultado, la excitabilidad celular, así como cambios en las concentraciones de iones intracelulares, lo que puede conducir secundariamente a la activación de sistemas mediadores intracelulares. Uno de los receptores ionotrópicos más estudiados es el receptor n-colinérgico.

Estructura de una proteína G que consta de tres tipos de unidades (heterotriméricas): αt/αi (azul), β (rojo) y γ (verde)

Los receptores metabotrópicos están asociados con sistemas de mensajeros intracelulares. Los cambios en su conformación al unirse a un ligando provocan el inicio de una cascada de reacciones bioquímicas y, en última instancia, un cambio en el estado funcional de la célula. Principales tipos de receptores de membrana:

Receptores heterotriméricos acoplados a proteína G (p. ej., receptor de vasopresina).

Receptores con actividad tirosina quinasa intrínseca (por ejemplo, receptor de insulina o receptor del factor de crecimiento epidérmico).

Los receptores acoplados a proteína G son proteínas transmembrana que tienen 7 dominios transmembrana, un extremo N extracelular y un extremo C intracelular. El sitio de unión del ligando se encuentra en los bucles extracelulares, el dominio de unión a la proteína G se encuentra cerca del extremo C en el citoplasma.

La activación del receptor hace que su subunidad α se disocia del complejo de la subunidad βγ y, por tanto, se active. Después de esto, activa o, por el contrario, inactiva la enzima que produce segundos mensajeros.

Los receptores con actividad tirosina quinasa fosforilan proteínas intracelulares posteriores, a menudo también proteínas quinasas, y transmiten así una señal al interior de la célula. Estructuralmente, se trata de proteínas transmembrana con un dominio de membrana. Como regla general, se trata de homodímeros cuyas subunidades están unidas por puentes disulfuro.

3. Receptores ionotrópicos, receptores metabotrópicos y sus variedades. Sistemas de mensajeros secundarios de la acción de receptores metabotrópicos (AMPc, GMPc, inositol-3-fosfato, diacilglicerol, iones Ca++).

Los receptores de neurotransmisores se encuentran en las membranas de las neuronas o de las células diana (células musculares o glandulares). Su localización puede ser tanto en membranas postsinápticas como presinápticas. En las membranas presinápticas suelen encontrarse los llamados autorreceptores, que regulan la liberación del mismo transmisor desde la terminación presináptica. Pero también existen heteroautorreceptores que también regulan la liberación de un mediador, pero en estos receptores la liberación de un mediador está regulada por otro mediador o neuromodulador.

La mayoría de los receptores son proteínas oligoméricas unidas a membranas que se unen a un ligando (neurotransmisor) con alta afinidad y alta selectividad. Como resultado de esta interacción, se desencadena una cascada de cambios intracelulares. Los receptores se caracterizan por la afinidad por el ligando, el número, la saturabilidad y la capacidad de disociar el complejo receptor-ligando. Algunos receptores tienen isoformas que difieren en su afinidad por ciertos ligandos. Estas isoformas se pueden encontrar en el mismo tejido.

Los ligandos son sustancias que interactúan selectivamente con un receptor determinado. Si una sustancia farmacológica activa un determinado receptor, es un agonista del mismo, y si reduce su actividad, es un antagonista.

La unión de un ligando a un receptor provoca un cambio en la conformación del receptor, que abre canales iónicos o desencadena una cascada de reacciones que provocan cambios en el metabolismo.

Hay receptores ionotrópicos y metabotrópicos.

Receptores ionotrópicos. Debido a la formación del potencial postsináptico, el canal iónico correspondiente se abre inmediatamente tras la acción del mediador o mediante la activación de la proteína G. En este caso, el receptor forma por sí mismo un canal iónico o está asociado a él. Después de que el ligando se une y se activa el receptor, se abre el canal para el ion correspondiente. Como resultado, se forma un potencial postsináptico en la membrana. Los receptores ionotrópicos son una forma de transmisión rápida de señales y formación de PSP sin cambiar los procesos metabólicos en la célula.

Receptores metabotrópicos. Esta es una vía de transmisión de señales más compleja. En este caso, después de la unión del ligando al receptor, se activa la cascada de fosforilación-desfosforilación. Esto ocurre directamente o a través de mensajeros secundarios, por ejemplo, a través de la tirosina quinasa, o a través de AMPc, o GMPc, o trifosfato de inositol, o diacilglicerol, o mediante un aumento del calcio intracelular, que finalmente conduce a la activación de las proteínas quinasas. La fosforilación implica con mayor frecuencia la activación de proteínas quinasas dependientes de AMPc o dependientes de diacilglicerol. Estos efectos se desarrollan más lentamente y duran más.

La afinidad del receptor por el neurotransmisor correspondiente puede cambiar de la misma manera que para las hormonas, por ejemplo, debido a cambios alostéricos en el receptor u otros mecanismos. Por lo tanto, los receptores ahora se denominan estructuras móviles y fácilmente modificables. Al ser parte de la membrana, las proteínas receptoras pueden interactuar con otras proteínas de la membrana (la llamada internalización de los receptores). Los neuromoduladores, al igual que los neurotransmisores, pueden influir en el número y la sensibilidad de los receptores. La presencia prolongada de grandes cantidades de un neurotransmisor o neuromodulador puede reducir su sensibilidad (regulación negativa) y la falta de ligandos puede aumentar su sensibilidad (regulación positiva).

4. Canales iónicos, su estructura. Clasificación de canales iónicos. Canales de sodio y potasio.

Estructura y funciones de los canales iónicos. Los iones Na + , K + , Ca 2+ , Cl - penetran en la célula y salen a través de canales especiales llenos de líquido. El tamaño de los canales es bastante pequeño (diámetro 0,5-0,7 nm). Los cálculos muestran que el área total de los canales ocupa una parte insignificante de la superficie de la membrana celular.

La función de los canales iónicos se estudia de diversas formas. El más común es el método de fijación de tensión, o “tensión-abrazadera” (Fig. 2.2). La esencia del método es que, con la ayuda de sistemas electrónicos especiales, el potencial de membrana se cambia y se fija en un cierto nivel durante el experimento. En este caso, se mide la magnitud de la corriente iónica que fluye a través de la membrana. Si la diferencia de potencial es constante, entonces, de acuerdo con la ley de Ohm, el valor de la corriente es proporcional a la conductividad de los canales iónicos. En respuesta a la despolarización gradual, ciertos canales se abren y los iones correspondientes ingresan a la célula a lo largo de un gradiente electroquímico, es decir, surge una corriente iónica que despolariza la célula. Este cambio es detectado por un amplificador de control y una corriente eléctrica pasa a través de la membrana, igual en magnitud pero de dirección opuesta a la corriente iónica de la membrana. En este caso, la diferencia de potencial transmembrana no cambia. El uso combinado de pinzas de voltaje y bloqueadores de canales iónicos específicos condujo al descubrimiento de varios tipos de canales iónicos en la membrana celular.

Actualmente, se han instalado muchos tipos de canales para diversos iones (Tabla 2.1). Algunos de ellos son muy específicos, mientras que otros, además del ion principal, pueden dejar pasar otros iones.

Es posible estudiar la función de canales individuales utilizando el método de fijación local del potencial de "sujeción de ruta"; arroz. 2.3, A). Se llena un microelectrodo de vidrio (micropipeta) con solución salina, se presiona contra la superficie de la membrana y se crea un ligero vacío. En este caso, parte de la membrana es succionada hacia el microelectrodo. Si hay un canal de iones en la zona de succión, entonces se registra la actividad de un solo canal. El sistema de estimulación y registro de la actividad del canal difiere poco del sistema de registro de voltaje.

Tabla 2.1. Los canales iónicos y las corrientes iónicas más importantes de las células excitables.

tipo de canal	Función		bloqueador de canales
Potasio (en reposo)	Generación de potencial de reposo.	IK+ (fuga)
Sodio	Generación de potencial de acción
Calcio	Generación de potenciales lentos.		D-600, verapamilo
Potasio (alisado retardado)	Asegurar la repolarización	IK+ (retraso)
Potasio activado por calcio.	Limitación de la despolarización causada por la corriente de Ca 2+.

Nota. TÉ - tetraetilamonio; TTX - tetrodotoxina.

La parte exterior del canal es relativamente accesible para el estudio, el estudio de la parte interior presenta importantes dificultades. P. G. Kostyuk desarrolló un método de diálisis intracelular que permite estudiar la función de las estructuras de entrada y salida de los canales iónicos sin el uso de microelectrodos. Resultó que la parte del canal iónico abierta al espacio extracelular difiere en sus propiedades funcionales de la parte del canal que da al entorno intracelular.

Son los canales iónicos los que proporcionan dos propiedades importantes de la membrana: selectividad y conductividad.

Selectividad o selectividad, El canal lo proporciona su estructura proteica especial. La mayoría de los canales están controlados eléctricamente, es decir, su capacidad para conducir iones depende de la magnitud del potencial de membrana. El canal es heterogéneo en sus características funcionales, especialmente en lo que respecta a las estructuras proteicas ubicadas en la entrada y en la salida del canal (los llamados mecanismos de compuerta).

5. El concepto de excitabilidad. Parámetros de excitabilidad del sistema neuromuscular: umbral de irritación (reobase), tiempo útil (cronaxia). Dependencia de la fuerza de la irritación del momento de su acción (curva de Goorweg-Weiss). Obstinación.

Excitabilidad- la capacidad de una célula para responder a la irritación formando un potencial de acción y una reacción específica.

1) fase de respuesta local: despolarización parcial de la membrana (entrada de Na + en la célula). Si aplicas un pequeño estímulo, la respuesta es más fuerte.

La despolarización local es la fase de exaltación.

2) fase de refractariedad absoluta: la propiedad de los tejidos excitables de no formar AP bajo ninguna fuerza de estímulo

3) fase de relativa refractariedad.

4) fase de repolarización lenta - irritación - nuevamente una respuesta fuerte

5) fase de hiperpolarización: la excitabilidad es menor (subnormal), el estímulo debe ser grande.

labilidad funcional- evaluación de la excitabilidad del tejido mediante el máximo número posible de PD por unidad de tiempo.

Leyes de excitación:

1) la ley de la fuerza: la fuerza del estímulo debe ser umbral o supraumbral (la cantidad mínima de fuerza que provoca la excitación). Cuanto más fuerte es el estímulo, más fuerte es la excitación, solo para asociaciones de tejidos (tronco nervioso, músculo, excepción - SMC).

2) la ley del tiempo: la duración del estímulo actual debe ser suficiente para que se produzca la excitación.

Existe una relación inversamente proporcional entre fuerza y ​​tiempo dentro de los límites entre tiempo mínimo y fuerza mínima. La fuerza mínima es la reobase, una fuerza que provoca excitación y no depende de la duración. El tiempo mínimo es tiempo útil. La cronaxia es la excitabilidad de un tejido en particular; el tiempo en el que se produce la excitación es igual a dos reobases.

Cuanto mayor es la fuerza, mayor es la respuesta hasta cierto valor.

Factores que crean MSP:

1) diferencia en las concentraciones de sodio y potasio

2) diferente permeabilidad para sodio y potasio

3) funcionamiento de la bomba Na-K (se eliminan 3 Na +, se devuelven 2 K +).

La relación entre la fuerza del estímulo y la duración de su impacto, necesaria para que se produzca una respuesta mínima de una estructura viva, se puede rastrear muy claramente en la llamada curva fuerza-tiempo (curva de Goorweg-Weiss-Lapik). .

Del análisis de la curva se deduce que, por grande que sea la fuerza del estímulo, si la duración de su influencia es insuficiente, no habrá respuesta (el punto a la izquierda de la rama ascendente de la hipérbola). Se observa un fenómeno similar con la exposición prolongada a estímulos por debajo del umbral. La corriente (o voltaje) mínima capaz de causar excitación se llama reobase por Lapik (segmento de ordenadas OA). El período de tiempo más corto durante el cual una corriente igual en intensidad al doble de la reobase provoca excitación en el tejido se llama cronaxia (segmento de abscisa OF), que es un indicador de la duración umbral de la irritación. La cronaxia se mide en δ (milésimas de segundo). La magnitud de la cronaxia se puede utilizar para juzgar la velocidad a la que se produce la excitación en el tejido: cuanto menor es la cronaxia, más rápida se produce la excitación. La cronaxia de las fibras nerviosas y musculares humanas es igual a milésimas y diezmilésimas de segundo, y la cronaxia de los llamados tejidos lentos, por ejemplo, las fibras musculares del estómago de una rana, es de centésimas de segundo.

La determinación de la cronaxia de los tejidos excitables se ha generalizado no sólo en la experimentación, sino también en la fisiología deportiva y en la clínica. En particular, al medir la cronaxia muscular, un neurólogo puede determinar la presencia de daño al nervio motor. Cabe señalar que el estímulo puede ser bastante fuerte, tener una duración umbral, pero una baja tasa de aumento en el tiempo hasta el valor umbral; en este caso, no se produce excitación. La adaptación del tejido excitable a un estímulo que aumenta lentamente se denomina acomodación. La acomodación se debe al hecho de que durante el aumento de la fuerza del estímulo, los cambios activos tienen tiempo de desarrollarse en el tejido, aumentando el umbral de irritación y previniendo el desarrollo de la excitación. Por tanto, la tasa de aumento de la estimulación a lo largo del tiempo, o el gradiente de estimulación, es esencial para que se produzca la excitación.

Ley del gradiente de irritación. La reacción de una formación viva a un estímulo depende del gradiente de estimulación, es decir, de la urgencia o la intensidad del aumento del estímulo a lo largo del tiempo: cuanto mayor sea el gradiente de estimulación, más fuerte (hasta ciertos límites) será la respuesta de la formación excitable.

En consecuencia, las leyes de la estimulación reflejan la compleja relación entre el estímulo y la estructura excitable durante su interacción. Para que se produzca excitación, el estímulo debe tener una intensidad umbral, una duración umbral y una cierta tasa de aumento con el tiempo.

6. Bombas de iones (ATPasas):k+- N / A+-evaya,California2+-eva (plasmolema y retículo sarcoplásmico),h+- k+-intercambiador.

Según los conceptos modernos, las membranas biológicas contienen bombas de iones que funcionan con la energía libre de la hidrólisis del ATP, sistemas especiales de proteínas integrales (ATPasas de transporte).

Actualmente, se conocen tres tipos de bombas de iones electrogénicas que transportan activamente iones a través de la membrana (Fig. 13).

La transferencia de iones mediante las ATPasas de transporte se produce debido al acoplamiento de procesos de transferencia con reacciones químicas, debido a la energía del metabolismo celular.

Cuando funciona la K+-Na+-ATPasa, dos iones de potasio se transfieren a la célula debido a la energía liberada durante la hidrólisis de cada molécula de ATP y tres iones de sodio se bombean simultáneamente fuera de la célula. Esto crea una mayor concentración de iones de potasio en la célula en comparación con el entorno intercelular y una menor concentración de sodio, que es de gran importancia fisiológica.

Signos de una “biobomba”:

1. Movimiento contra el gradiente de potencial electroquímico.

2. el flujo de materia está asociado con la hidrólisis del ATP (u otra fuente de energía).

3. asimetría del vehículo de transporte.

4. La bomba in vitro es capaz de hidrolizar ATP sólo en presencia de aquellos iones que transporta in vivo.

5. Cuando la bomba está integrada en un entorno artificial, puede mantener la selectividad.

El mecanismo molecular de funcionamiento de las ATPasas iónicas no se comprende completamente. Sin embargo, se pueden rastrear las principales etapas de este complejo proceso enzimático. En el caso de la K+-Na+-ATPasa, hay siete etapas de transferencia de iones asociadas con la hidrólisis del ATP.

El diagrama muestra que las etapas clave de la enzima son:

1) formación de un complejo enzimático con ATP en la superficie interna de la membrana (esta reacción es activada por iones de magnesio);

2) unión de tres iones de sodio por el complejo;

3) fosforilación de la enzima con formación de adenosina difosfato;

4) revolución (flip-flop) de la enzima dentro de la membrana;

5) la reacción de intercambio iónico de sodio a potasio, que ocurre en la superficie exterior de la membrana;

6) revolución inversa del complejo enzimático con la transferencia de iones de potasio al interior de la célula;

7) retorno de la enzima a su estado original con la liberación de iones potasio y fosfato inorgánico (P).

Así, durante un ciclo completo, se liberan tres iones de sodio de la célula, el citoplasma se enriquece con dos iones de potasio y se produce la hidrólisis de una molécula de ATP.

7. Potencial de membrana, magnitud y origen.

Se han propuesto muchas teorías para explicar el origen de los biopotenciales. La teoría de la membrana propuesta por el investigador alemán Bernstein (1902, 1912) fue la más fundamentada experimentalmente. En el período moderno, esta teoría ha sido modificada y desarrollada experimentalmente por Hodgkin, Huxley, Katz (1949-1952).

Se ha establecido que la base de los fenómenos bioeléctricos es la distribución desigual (asimetría) de iones en el citoplasma de la célula y su entorno. Por tanto, el protoplasma de las células nerviosas y musculares contiene entre 30 y 50 veces más iones de potasio, entre 8 y 10 veces menos iones de sodio y 50 veces menos iones de cloro que el líquido extracelular. Además, el citoplasma celular contiene aniones orgánicos (compuestos moleculares grandes que llevan una carga negativa), que están ausentes en el entorno extracelular.

Los defensores de la teoría de la membrana creen que la principal razón de la asimetría iónica es la presencia de una membrana celular con propiedades específicas.

La membrana celular es una capa compactada de citoplasma, cuyo espesor es de unos 10 nm (100 A). El uso de métodos de investigación con microscopía electrónica permitió determinar la estructura fina de la membrana (Fig. 55). La membrana celular consta de una doble capa de moléculas de fosfolípidos, que está cubierta por dentro con una capa de moléculas de proteínas y por fuera con una capa de moléculas de carbohidratos complejos: mucopolisacáridos. La membrana tiene canales especiales, "poros", a través de los cuales el agua y los iones penetran en la célula. Se supone que existen canales especiales para cada ion. En este sentido, la permeabilidad de la membrana para determinados iones dependerá del tamaño de los poros y de los diámetros de los propios iones.

En un estado de relativo reposo fisiológico, la membrana tiene una mayor permeabilidad a los iones de potasio, mientras que su permeabilidad a los iones de sodio se reduce drásticamente.

Así, las características de la permeabilidad de la membrana celular, así como el tamaño de los propios iones, son una de las razones que aseguran la asimetría en la distribución de iones en ambos lados de la membrana celular. La asimetría iónica es una de las principales causas del potencial de reposo, siendo el papel principal la distribución desigual de los iones potasio.

Hodgkin realizó experimentos clásicos con la fibra nerviosa de un calamar gigante. La concentración de iones de potasio dentro de la fibra y en el líquido circundante se igualó: el potencial de reposo desapareció. Si la fibra se llenaba con una solución salina artificial, similar en composición al líquido intracelular, se establecía una diferencia de potencial entre los lados interior y exterior de la membrana, aproximadamente igual al potencial de reposo de una fibra normal (50-80 mV).

El mecanismo por el cual se produce un potencial de acción es mucho más complejo. El papel principal en la aparición de corrientes de acción pertenece a los iones de sodio. Cuando se expone a un estímulo de fuerza umbral, la permeabilidad de la membrana celular a los iones de sodio aumenta 500 veces y excede la permeabilidad a los iones de potasio entre 10 y 20 veces. En este sentido, el sodio ingresa a la célula como una avalancha, lo que provoca una recarga de la membrana celular. La superficie exterior está cargada negativamente con respecto a la interior. Se produce una despolarización de la membrana celular, acompañada de una inversión del potencial de membrana. La inversión del potencial de membrana se refiere al número de milivoltios (mV) en los que el potencial de acción excede el potencial de reposo. La restauración del nivel inicial de potencial de membrana (repolarización) se lleva a cabo debido a una fuerte disminución de la permeabilidad al sodio (inactivación) y la transferencia activa de iones de sodio desde el citoplasma celular al medio ambiente.

Hodgkin también obtuvo pruebas de la hipótesis del potencial de acción del sodio. De hecho, si el potencial de acción es de naturaleza sodio, entonces al variar la concentración de iones de sodio, se puede cambiar la magnitud del potencial de acción. Resultó que al reemplazar 2/3 del agua de mar, que es el ambiente normal para el axón del calamar gigante, con una solución isotónica de dextrosa, es decir, cuando la concentración de sodio en el ambiente cambia en 2/3, el potencial de acción se reduce. por la mitad.

Así, la aparición de biopotenciales es función de una membrana biológica que tiene permeabilidad selectiva. La magnitud del potencial de reposo y del potencial de acción está determinada por la asimetría iónica en el sistema ambiente celular.

8. Fenómenos eléctricos en los tejidos nerviosos y musculares durante la excitación. Potencial de acción, su magnitud, fases y duración. La relación entre las fases del potencial de acción y las fases de excitabilidad.

Ya hemos demostrado anteriormente que la excitación de las fibras nerviosas y musculares se lleva a cabo mediante impulsos eléctricos que se propagan a lo largo de la superficie de la membrana. La transferencia de excitación del nervio al músculo se basa en un mecanismo diferente. Se lleva a cabo como resultado de la liberación por las terminaciones nerviosas de compuestos químicos altamente activos, mediadores del impulso nervioso. En las sinapsis del músculo esquelético, dicho transmisor es la acetilcolina (ACh).

Hay tres elementos estructurales principales en la sinapsis neuromuscular: membrana presináptica en el nervio membrana postsináptica en el músculo, entre ellos - hendidura sináptica . La forma de la sinapsis se puede variar. En reposo, la ACh está contenida en las llamadas vesículas sinápticas dentro de la placa terminal de la fibra nerviosa. El citoplasma de la fibra con vesículas sinápticas flotando en él está separado de la hendidura sináptica por la membrana presináptica. Cuando la membrana presináptica se despolariza, su carga y permeabilidad cambian, las vesículas se acercan a la membrana y vierten en la hendidura sináptica, cuyo ancho alcanza los 200-1000 angstroms. El transmisor comienza a difundirse a través del espacio hasta la membrana postsináptica.

La membrana postsináptica no es electrogénica, pero es muy sensible al transmisor debido a la presencia de los llamados receptores colinérgicos, grupos bioquímicos que pueden reaccionar selectivamente con la ACh. Este último alcanza la membrana postsináptica en 0,2-0,5 ms. (así llamado "retraso sináptico") y, al interactuar con los receptores colinérgicos, provoca un cambio en la permeabilidad de la membrana al Na, lo que conduce a la despolarización de la membrana postsináptica y a la generación de una onda de despolarización en ella, que se llama potencial postsináptico excitador, (EPSP), cuyo valor excede la Ec de las áreas electrogénicas vecinas de la membrana de la fibra muscular. Como resultado, surge en ellos un potencial de acción (AP), que se extiende por toda la superficie de la fibra muscular, provocando luego su contracción, iniciando el llamado proceso. Acoplamiento electromecánico (Capling). El transmisor en la hendidura sináptica y en la membrana postsináptica funciona durante muy poco tiempo, ya que es destruido por la enzima colinesterasa, que prepara la sinapsis para recibir una nueva porción del transmisor. También se ha demostrado que parte de la ACh que no ha reaccionado puede regresar a la fibra nerviosa.

Con ritmos de estimulación muy frecuentes, se pueden resumir los potenciales postsinápticos, ya que la colinesterasa no tiene tiempo de descomponer completamente la ACh liberada en las terminaciones nerviosas. Como resultado de esta suma, la membrana postsináptica se despolariza cada vez más. En este caso, las áreas electrogénicas vecinas de la fibra muscular entran en un estado de depresión similar al que se desarrolla durante la acción prolongada de un cátodo de corriente continua. (Verigo depresión catódica).

La excitación en un tejido se manifiesta en la aparición de una función específica del mismo (conducción de la excitación por el tejido nervioso, contracción muscular, secreción de glándulas) y reacciones inespecíficas (generación de un potencial de acción, cambios metabólicos).

La corriente de acción (PD y ECP) ​​es una corriente eléctrica que se produce en los nervios, los músculos y algunas células vegetales entre sus áreas excitadas y en reposo vecinas. Causado por cambios en la permeabilidad iónica de la membrana y el potencial que se desarrollan en el área excitada. Desempeña un papel importante en la propagación del potencial de acción a lo largo de la célula (fibra). Un potencial de acción es un cambio en el potencial de membrana que se produce en el tejido bajo la acción de un estímulo umbral y supraumbral, que se acompaña de una recarga de la membrana celular.

Cuando se expone a un estímulo umbral o supraumbral, la permeabilidad de la membrana celular a los iones cambia en diversos grados. Para los iones Na, aumenta entre 400 y 500 veces y el gradiente aumenta rápidamente, para los iones K, entre 10 y 15 veces y el gradiente se desarrolla lentamente. Como resultado, los iones Na entran en la célula y los iones K salen de la célula, lo que conduce a la recarga de la membrana celular. La superficie exterior de la membrana lleva una carga negativa, mientras que la superficie interior lleva una carga positiva. Mediciones precisas mostraron que la amplitud del potencial de acción es 30-50 mV mayor que el potencial de reposo.

Fases de DP. La DP consta de 2 fases:

1. Fase de despolarización. Corresponde a un cambio rápido del potencial de membrana (despolarización de la membrana) de aproximadamente 110 mV. El potencial de membrana cambia de un nivel de reposo (aproximadamente -70 mV) a un valor cercano al potencial de equilibrio: el potencial en el que la corriente entrante adquiere un valor cero (ENa + (aproximadamente 40 mV)).

2. Fase de repolarización. El potencial de membrana vuelve a alcanzar el nivel de reposo (la membrana se repolariza), después de lo cual se produce una hiperpolarización a un valor de aproximadamente 10 mV menor (más negativo) que el potencial de reposo, es decir, aproximadamente -80 mV.

La duración del potencial de acción en las fibras nerviosas y del músculo esquelético varía de 0,1 a 5 ms, y la fase de repolarización es siempre más larga que la fase de despolarización.

La relación entre las fases del potencial de acción y la excitabilidad. El nivel de excitabilidad celular depende de la fase AP. Durante la fase de respuesta local, aumenta la excitabilidad. Esta fase de excitabilidad se llama adición latente. Durante la fase de repolarización AP, cuando todos los canales de sodio se abren y los iones de sodio ingresan a la célula como una avalancha, ningún estímulo, ni siquiera uno muy fuerte, puede estimular este proceso. Por tanto, la fase de despolarización corresponde a la fase de refractariedad absoluta. Durante la fase de repolarización se cierra una parte cada vez mayor de los canales de sodio. Sin embargo, pueden reabrirse bajo la influencia de un estímulo por encima del umbral. Esto corresponde a la fase de relativa refractariedad. Durante la despolarización de trazas, el MP se encuentra en un nivel crítico, por lo que incluso los estímulos por debajo del umbral pueden provocar excitación celular. En consecuencia, en este momento aumenta su excitabilidad. Esta fase se llama fase de excitabilidad sobrenatural. En el momento de la traza de hiperpolarización, el MP es más alto que el nivel inicial. Se encuentra en una fase de excitabilidad subnormal.

9. La estructura de los músculos esqueléticos y su inervación. Unidad motora. Propiedades fisiológicas de los músculos, sus características en un recién nacido.

Clasificación morfofuncional de los músculos.:

1. Rayas cruzadas

a) esquelético: células multinucleadas, estriadas cruzadas, los núcleos están más cerca del sarcolema. Peso 40%.

b) cardíaco: células mononucleares estriadas cruzadas, el núcleo en el centro. Peso 0,5%.

2. Lisas: células mononucleares, no tienen estrías transversales. Son parte de otros órganos. Peso total 5-10%.

Propiedades generales de los músculos.

1) Excitabilidad. PP = -90mV. Amplitud AP = 120 mV - inversión de signo +30 mV.

2) Conductividad: la capacidad de conducir DP a través de la membrana celular (3-5 m/s). Proporciona entrega de PD a los túbulos T y de ellos a los túbulos L que liberan calcio.

3) Contractilidad: la capacidad de acortar o desarrollar tensión cuando se excita.

4) Elasticidad: la capacidad de volver a su longitud original.

Funciones de los músculos esqueléticos.:

1. Movimiento del cuerpo en el espacio.

2. Partes del cuerpo en movimiento entre sí.

3. Mantener la postura

4. Generación de calor

5. Movimiento de sangre y linfa (trabajo dinámico)

6. Participación en la ventilación.

7. Protección de los órganos internos

8. Factor antiestrés

Niveles de organización del músculo esquelético.:

Todo el músculo está rodeado por el epimisio y al que se accede por vasos sanguíneos y nervios. Los haces de músculos individuales están cubiertos de perimisio. Un haz de células (fibra muscular o simplasto), cubierto de endomisio. La célula contiene miofibrillas de miofilamentos, las proteínas principales: actina, miosina, tropomiosina, troponina, calcio ATPasa, creatina fosfoquinasa y proteínas estructurales.

En un músculo, se distinguen unidades motoras (unidades motoras, neuromotoras): esta es una asociación funcional de una neurona motora, su axón y fibras musculares inervadas por este axón. Estas fibras musculares pueden ubicarse en diferentes partes (haces) del músculo.

Una unidad motora (UM) es la unidad funcional del músculo esquelético. ME incluye una neurona motora y el grupo de fibras musculares inervadas por ella.

Tipos de fibras musculares:

1) fibras fásicas lentas de tipo oxidativo

2) fibras fásicas rápidas de tipo oxidativo (tipo 2a)

3) fibras fásicas rápidas de tipo glicolítico (tipo 2b)

4) fibras tónicas

Mecanismos de contracción muscular..

A) fibra muscular única

B) músculo entero

El músculo esquelético tiene las siguientes propiedades esenciales:

1) excitabilidad: la capacidad de responder a un estímulo cambiando la conductividad iónica y el potencial de membrana. En condiciones naturales, este irritante es el neurotransmisor acetilcolina.

2) conductividad: la capacidad de conducir el potencial de acción a lo largo y profundo de la fibra muscular a lo largo del sistema T;

3) contractilidad: la capacidad de acortar o desarrollar tensión cuando se excita;

4) elasticidad: la capacidad de desarrollar tensión cuando se estira.

10. Modos de contracción muscular: isotónica e isométrica. Fuerza muscular absoluta. Cambios en la fuerza muscular relacionados con la edad.

La contractilidad de un músculo esquelético se caracteriza por la fuerza de contracción que desarrolla el músculo (generalmente evaluada fuerza general que un músculo puede desarrollar, y absoluto, es decir, la fuerza por 1 cm 2 de la sección transversal), longitud del acortamiento, grado de tensión de la fibra muscular, tasa de acortamiento y desarrollo de la tensión, tasa de relajación. Dado que estos parámetros están determinados en gran medida por la longitud inicial de las fibras musculares y la carga sobre el músculo, los estudios de la contractilidad muscular se llevan a cabo de varios modos.

La irritación de una fibra muscular por un estímulo umbral único o supraumbral conduce a la aparición de una única contracción, que consta de varios períodos (fig. 2.23). El primero, el período latente, es la suma de los retrasos causados ​​​​por la excitación de la membrana de la fibra muscular, la propagación de la EP a través del sistema T hacia la fibra, la formación de trifosfato de inositol y un aumento en la concentración de calcio intracelular. y activación de puentes transversales. Para el músculo sartorio de rana, el período de latencia es de aproximadamente 2 ms.

El segundo es el período de acortamiento o desarrollo de tensión. En el caso del acortamiento libre de la fibra muscular hablamos de modo de contracción isotónica, en el que la tensión prácticamente no cambia, y solo cambia la longitud de la fibra muscular. Si la fibra muscular está fija en ambos lados y no se puede acortar libremente, entonces se dice que es modo de contracción isométrica Estrictamente hablando, con este modo de contracción, la longitud de la fibra muscular no cambia, mientras que el tamaño de los sarcómeros cambia debido al deslizamiento de los filamentos de actina y miosina entre sí. En este caso, la tensión resultante se transfiere a elementos elásticos ubicados en el interior de la fibra. Los puentes cruzados de los filamentos de miosina, los filamentos de actina, las placas Z, el retículo sarcoplásmico ubicado longitudinalmente y el sarcolema de las fibras musculares tienen propiedades elásticas.

En experimentos con un músculo aislado, se revela el estiramiento de los elementos del tejido conectivo del músculo y los tendones, a los que se transmite la tensión desarrollada por los puentes transversales.

En el cuerpo humano, la contracción isotónica o isométrica no ocurre de forma aislada. Como regla general, el desarrollo de tensión va acompañado de un acortamiento de la longitud de los músculos. contracción en modo auxotónico

El tercero es un período de relajación, cuando la concentración de iones Ca 2+ disminuye y las cabezas de miosina se desconectan de los filamentos de actina.

Se cree que para una sola fibra muscular la tensión desarrollada por cualquier sarcómero es igual a la tensión en cualquier otro sarcómero. Dado que los sarcómeros están conectados en serie, la velocidad a la que se contrae una fibra muscular es proporcional al número de sus sarcómeros. Así, durante una sola contracción, la tasa de acortamiento de una fibra muscular larga es mayor que la de una más corta. La cantidad de fuerza desarrollada por una fibra muscular es proporcional al número de miofibrillas en la fibra. Durante el entrenamiento muscular aumenta el número de miofibrillas, que es el sustrato morfológico para aumentar la fuerza de contracción muscular. Al mismo tiempo, aumenta el número de mitocondrias, aumentando la resistencia de la fibra muscular durante la actividad física.

En un músculo aislado, la magnitud y la velocidad de una sola contracción están determinadas por una serie de factores adicionales. La magnitud de una sola contracción estará determinada principalmente por el número de unidades motoras involucradas en la contracción. Dado que los músculos están formados por fibras musculares con diferentes niveles de excitabilidad, existe una cierta relación entre la magnitud del estímulo y la respuesta. Es posible un aumento de la fuerza de contracción hasta un cierto límite, después del cual la amplitud de la contracción permanece sin cambios a medida que aumenta la amplitud del estímulo. En este caso, en la contracción participan todas las fibras musculares que forman el músculo.

La importancia de la participación de todas las fibras musculares en la contracción se muestra al estudiar la dependencia de la velocidad de acortamiento de la magnitud de la carga.

Cuando se aplica un segundo estímulo durante el período de acortamiento o desarrollo de la tensión muscular, se produce la suma de dos contracciones sucesivas y la respuesta resultante en amplitud se vuelve significativamente mayor que con un solo estímulo; Si una fibra muscular o un músculo se estimula con tal frecuencia que se producirán estímulos repetidos durante el período de acortamiento o desarrollo de la tensión, entonces se produce y se desarrolla una suma completa de contracciones individuales. tétanos suave (Figura 2.25, B). El tétanos es una contracción muscular fuerte y prolongada. Se cree que este fenómeno se basa en un aumento de la concentración de calcio en el interior de la célula, lo que permite que la interacción entre actina y miosina y la generación de fuerza muscular mediante puentes cruzados se produzca durante un tiempo suficientemente largo. Cuando se reduce la frecuencia de estimulación, es posible que se aplique un estímulo repetido durante un período de relajación. En este caso, también se producirá la suma de las contracciones musculares, pero se observará una retracción característica en la curva de contracción muscular (fig. 2.25, D): suma incompleta o tétanos serrado.

Con el tétanos, se produce la suma de las contracciones musculares, mientras que el potencial de acción de las fibras musculares no se suma.

En condiciones naturales, no se producen contracciones únicas de los músculos esqueléticos. Ocurre la adición, o superposición, Abreviaturas de unidades neuromotoras individuales. En este caso, la fuerza de contracción puede aumentar tanto debido a un cambio en el número de unidades motoras involucradas en la contracción como a un cambio en la frecuencia de los impulsos de las neuronas motoras. Si la frecuencia del impulso aumenta, se observará una suma de contracciones de unidades motoras individuales.

Una de las razones del aumento de la fuerza de contracción en condiciones naturales es la frecuencia de los impulsos generados por las neuronas motoras. La segunda razón de esto es el aumento en el número de neuronas motoras excitadas y la sincronización de la frecuencia de su excitación. Un aumento en el número de neuronas motoras corresponde a un aumento en el número de unidades motoras involucradas en la contracción, y un aumento en el grado de sincronización de su excitación contribuye a un aumento en la amplitud durante la superposición de la contracción máxima desarrollada por cada una. unidad motora por separado.

La fuerza de contracción de un músculo esquelético aislado, en igualdad de condiciones, depende de la longitud inicial del músculo. El estiramiento moderado de un músculo conduce al hecho de que la fuerza que desarrolla aumenta en comparación con la fuerza desarrollada por un músculo no estirado. Hay una suma de tensión pasiva, causada por la presencia de componentes elásticos del músculo, y contracción activa. La fuerza contráctil máxima se logra cuando el tamaño del sarcómero es de 2 a 2,2 µm (fig. 2.26). Un aumento en la longitud del sarcómero conduce a una disminución en la fuerza de contracción, ya que disminuye el área de superposición mutua de los filamentos de actina y miosina. Con una longitud de sarcómero de 2,9 µm, el músculo puede desarrollar una fuerza igual a sólo el 50% del máximo posible.

En condiciones naturales, la fuerza de contracción de los músculos esqueléticos cuando se estira, por ejemplo durante el masaje, aumenta debido al trabajo de los eferentes gamma.

La fuerza muscular absoluta es la relación entre la fuerza muscular máxima y su diámetro fisiológico, es decir, la carga máxima que un músculo puede levantar dividida por el área total de todas las fibras musculares. La fuerza de contracción no permanece constante durante toda la vida. Como resultado de una actividad prolongada, el rendimiento de los músculos esqueléticos disminuye. Este fenómeno se llama fatiga. Al mismo tiempo, la fuerza de contracción disminuye, aumenta el período de contracción latente y el período de relajación.

11. Contracciones de un solo músculo, sus fases. Fases de cambios en la excitabilidad muscular. Características de una sola contracción en recién nacidos.

La estimulación de un músculo o del nervio motor que lo inerva con un único estímulo provoca una única contracción del músculo. Distingue dos fases principales: la fase de contracción y la fase de relajación. La contracción de la fibra muscular comienza ya durante la rama ascendente del potencial de acción. La duración de la contracción en cada punto de la fibra muscular es decenas de veces mayor que la duración de la AP. Por tanto, llega un momento en el que la AP ha recorrido toda la fibra y ha finalizado, pero la onda de contracción ha envuelto toda la fibra y se sigue acortando. Este corresponde al momento de máximo acortamiento o tensión de la fibra muscular.

La contracción de cada fibra muscular individual durante contracciones individuales obedece a la ley " todo o nada". Esto significa que la contracción que se produce durante la estimulación umbral y superumbral tiene una amplitud máxima. La magnitud de una sola contracción de todo el músculo depende de la fuerza de la estimulación. Con la estimulación umbral, su contracción es apenas perceptible, pero con Al aumentar la fuerza de estimulación, aumenta hasta alcanzar una cierta altura, después de lo cual permanece sin cambios (contracción máxima). Esto se explica por el hecho de que la excitabilidad de las fibras musculares individuales no es la misma y, por lo tanto, solo una parte de ellas se excita. con estimulación débil. Con contracción máxima, todos están excitados. La velocidad de la onda de contracción muscular es la misma que la velocidad de propagación de la fuerza de acción. En el músculo bíceps braquial es de 3,5-5,0 m/seg.

Contracción única: reducción por un estímulo.. Se divide en un período de latencia, una fase de contracción y una fase de relajación. En el momento del período latente ocurre la fase refractaria. Pero ya al comienzo de la fase de acortamiento se restablece.

12. Suma de contracciones musculares. Contracciones tetánicas.

Si en un experimento dos estimulaciones únicas fuertes actúan sobre una sola fibra muscular o sobre todo el músculo en rápida sucesión, la contracción resultante tendrá una amplitud mayor que la contracción única máxima. Los efectos contráctiles provocados por la primera y la segunda estimulación parecen sumarse. Este fenómeno se llama suma de contracciones. Para que se produzca la suma, es necesario que el intervalo entre irritaciones tenga una duración determinada: debe ser más largo que el período refractario, pero más corto que la duración total de una sola contracción, de modo que la segunda irritación afecte al músculo antes de que tenga tiempo. relajarse. En este caso, son posibles dos casos. Si el segundo estímulo llega cuando el músculo ya ha comenzado a relajarse, en la curva miográfica el vértice de la segunda contracción quedará separado del primero por una retracción. Si la segunda estimulación actúa cuando la primera contracción aún no ha alcanzado su pico, entonces la segunda contracción parece fusionarse con la primera, formando con ella un único pico sumado. Tanto para la suma completa como para la suma incompleta, los PD no se suman. Esta contracción sumada en respuesta a la estimulación rítmica se llama tétanos. Dependiendo de la frecuencia de la irritación, puede ser irregular o liso.

La causa de la suma de las contracciones durante el tétanos radica en la acumulación de iones Ca++ en el espacio interfibrilar hasta una concentración de 5*10 6 mmol/l. Después de alcanzar este valor, una mayor acumulación de Ca++ no conduce a un aumento de la amplitud del tétanos.

Después del cese de la estimulación tetánica, las fibras al principio no se relajan completamente y su longitud original sólo se recupera después de un tiempo. Este fenómeno se llama contractura postetánica o residual. Está relacionado con eso. que se necesita más tiempo para eliminar del espacio interfibrilar todo el Ca++ que llegó allí durante los estímulos rítmicos y no tuvo tiempo de ser eliminado completamente en las cisternas del retículo sarcoplásmico mediante el trabajo de las bombas de Ca.

Si, después de lograr el tétanos suave, la frecuencia de estimulación aumenta aún más, entonces el músculo a una determinada frecuencia comienza repentinamente a relajarse. Este fenómeno se llama pesimo . Ocurre cuando cada impulso posterior cae en refractariedad del anterior.

13. Ultraestructura de miofibrillas. Proteínas contráctiles (actina, miosina). Proteínas reguladoras (troponina, tropomiosina) en la composición de protofibrillas delgadas. La teoría de la contracción muscular.

Las miofibrillas son el aparato contráctil de las fibras musculares. En las fibras musculares estriadas, las miofibrillas se dividen en secciones (discos) que se alternan regularmente y que tienen diferentes propiedades ópticas. Algunas de estas áreas son anisotrópicas, es decir son birrefringentes. Con luz normal aparecen oscuros, pero con luz polarizada aparecen transparentes en dirección longitudinal y opacos en dirección transversal. Otras áreas son isotrópicas y parecen transparentes con luz normal. Las áreas anisotrópicas se designan con la letra. A, isotrópico - I. Hay una franja clara en el medio del disco A. norte, y en el medio del disco I hay una franja oscura z, que es una fina membrana transversal a través de cuyos poros pasan las miofibrillas. Debido a la presencia de dicha estructura de soporte, los discos paralelos e inequívocos de miofibrillas individuales dentro de una fibra no se mueven entre sí durante la contracción.

Se ha establecido que cada una de las miofibrillas tiene un diámetro de aproximadamente 1 μm y consta de un promedio de 2500 protofibrillas, que son moléculas polimerizadas alargadas de proteínas miosina y actina. Los filamentos de miosina (protofibrillas) son dos veces más gruesos que los filamentos de actina. Su diámetro es de aproximadamente 100 angstroms. En el estado de reposo de la fibra muscular, los filamentos están ubicados en la miofibrilla de tal manera que los filamentos de actina largos y delgados ingresan con sus extremos en los espacios entre los filamentos de miosina gruesos y más cortos. En tal sección, cada hilo grueso está rodeado por 6 hilos delgados. Debido a esto, los discos I están formados únicamente por filamentos de actina y los discos A también están formados por filamentos de miosina. La franja clara H representa una zona libre de filamentos de actina durante el período de reposo. La membrana Z, que pasa por el centro del disco I, mantiene unidos los filamentos de actina.

Un componente importante de la estructura ultramicroscópica de las miofibrillas son también numerosos puentes cruzados sobre la miosina. A su vez, los filamentos de actina tienen los llamados centros activos, que en reposo están cubiertos, como una cubierta, por proteínas especiales: troponina y tropomiosina. La contracción se basa en el proceso de deslizamiento de los filamentos de actina con respecto a los filamentos de miosina. Este deslizamiento es provocado por el trabajo de los llamados. "equipo químico", es decir ciclos periódicos de cambios en el estado de los puentes cruzados y su interacción con los centros activos de actina. Los iones ATP y Ca+ juegan un papel importante en estos procesos.

Cuando una fibra muscular se contrae, los filamentos de actina y miosina no se acortan, sino que comienzan a deslizarse entre sí: los filamentos de actina se mueven entre los filamentos de miosina, como resultado de lo cual la longitud de los discos I se acorta y los discos A mantienen su tamaño, acercándose uno al otro. La franja H casi desaparece porque los extremos de la actina se tocan e incluso se superponen entre sí.

14. Relación entre excitación y contracción (acoplamiento electromecánico) en fibras musculares. El papel de los iones de calcio. Función del retículo sarcoplásmico.

En el músculo esquelético en condiciones naturales, el iniciador de la contracción muscular es el potencial de acción que, cuando se excita, se propaga a lo largo de la membrana superficial de la fibra muscular.

Si se aplica la punta del microelectrodo a la superficie de la fibra muscular en la región de la membrana Z, cuando se aplica un estímulo eléctrico muy débil que causa la despolarización, los discos I en ambos lados del sitio de estimulación comenzarán a acortarse. en este caso, la excitación se propaga profundamente en la fibra, a lo largo de la membrana Z. La irritación de otras partes de la membrana no provoca tal efecto. De esto se deduce que la despolarización de la membrana superficial en el área del disco I durante la propagación de AP es el mecanismo desencadenante del proceso contráctil.

Otros estudios demostraron que un vínculo intermedio importante entre la despolarización de la membrana y el inicio de la contracción muscular es la penetración de iones CA++ libres en el espacio interfibrilar. En reposo, la mayor parte del Ca++ de la fibra muscular se almacena en el retículo sarcoplásmico.

En el mecanismo de contracción muscular, la parte del retículo que se localiza en la región de la membrana Z desempeña un papel especial. La microscopía electrónica revela el llamado retículo. tríada (sistema T), cada uno de los cuales consta de un tubo transversal delgado ubicado centralmente en la región de la membrana Z, que atraviesa la fibra, y dos cisternas laterales del retículo sarcoplásmico, que contienen Ca++ unido. La PD, que se extiende a lo largo de la membrana superficial, se introduce profundamente en la fibra a lo largo de los tubos transversales de las tríadas. Luego la excitación se transmite a las cisternas, despolariza su membrana y se vuelve permeable al CA++.

Se ha establecido experimentalmente que existe una cierta concentración crítica de iones Ca++ libres a partir de la cual comienza la contracción de las miofibrillas. Es igual a 0,2-1,5 * 10 6 iones por fibra. Un aumento de la concentración de Ca++ a 5*10 6 ya provoca una contracción máxima.

El inicio de la contracción muscular se limita al primer tercio de la rama ascendente de la AP, cuando su valor alcanza aproximadamente 50 mV. Se cree que es a esta magnitud de despolarización que la concentración de Ca++ se convierte en el umbral para el inicio de la interacción entre actina y miosina.

El proceso de liberación de Ca++ se detiene después del final del pico AP. Sin embargo, la contracción continúa aumentando hasta que entra en juego el mecanismo que asegura el retorno del Ca++ a las cisternas del retículo. Este mecanismo se llama "bomba de calcio". Para realizar su trabajo se utiliza la energía obtenida de la descomposición del ATP.

En el espacio interfibrilar, el Ca++ interactúa con las proteínas que recubren los centros activos de los filamentos de actina (troponina y tropomiosina), lo que permite la reacción de los puentes cruzados de miosina y los filamentos de actina.

Por lo tanto, la secuencia de eventos que conducen a la contracción y luego a la relajación de la fibra muscular se representa actualmente de la siguiente manera:

15. Fatiga durante el trabajo muscular. Causas de la fatiga. El concepto de recreación activa.

La fatiga es una disminución temporal del rendimiento de una célula, órgano u organismo entero que se produce como consecuencia del trabajo y desaparece tras el descanso.

Si un músculo aislado se irrita durante mucho tiempo con estímulos eléctricos rítmicos, al que se suspende una pequeña carga, la amplitud de sus contracciones disminuye gradualmente hasta llegar a cero. Se registra una curva de fatiga. Junto con un cambio en la amplitud de las contracciones durante la fatiga, aumenta el período latente de contracción, se alarga el período de relajación muscular y aumenta el umbral de irritación, es decir. la excitabilidad disminuye. Todos estos cambios no ocurren inmediatamente después del inicio del trabajo, hay un cierto período durante el cual se observa un aumento en la amplitud de las contracciones y un ligero aumento en la excitabilidad muscular. Al mismo tiempo, se vuelve fácilmente estirable. En tales casos, dicen que el músculo está "trabajado", es decir, se adapta al trabajo en un ritmo y fuerza de irritación determinados. Después de un período de trabajabilidad, comienza un período de desempeño estable. Con una irritación más prolongada, se produce fatiga de las fibras musculares.

La disminución del rendimiento de un músculo aislado del cuerpo durante una irritación prolongada se debe a dos razones principales. El primero de ellos es que durante las contracciones se acumulan en el músculo productos metabólicos (ácido fosfórico, unión de Ca++, ácido láctico, etc.), que tienen un efecto depresor sobre el rendimiento muscular. Algunos de estos productos, así como los iones Ca, difunden desde las fibras hacia el espacio pericelular y tienen un efecto supresor sobre la capacidad de la membrana excitable para generar AP. Entonces, si un músculo aislado colocado en un pequeño volumen de líquido de Ringer llega al punto de fatiga total, entonces basta con cambiar la solución lavándolo para restaurar las contracciones musculares.

Otro motivo del desarrollo de fatiga en un músculo aislado es el agotamiento gradual de sus reservas de energía. Con el trabajo prolongado, el contenido de glucógeno en el músculo disminuye drásticamente, como resultado de lo cual se interrumpen los procesos de resíntesis de ATP y CP necesarios para la contracción.

Cabe señalar que en las condiciones naturales de existencia del organismo, la fatiga del sistema motor durante el trabajo prolongado se desarrolla de manera completamente diferente que en un experimento con un músculo aislado. Esto se debe no solo al hecho de que en el cuerpo el músculo recibe sangre continuamente y, por lo tanto, recibe los nutrientes necesarios y se libera de productos metabólicos. La principal diferencia es que en el cuerpo, los impulsos excitantes llegan al músculo desde el nervio. La sinapsis neuromuscular se cansa mucho antes que la fibra muscular, debido al rápido agotamiento de las reservas acumuladas de neurotransmisores. Esto provoca un bloqueo de la transmisión de excitaciones del nervio al músculo, lo que protege al músculo del agotamiento provocado por el trabajo prolongado. En todo el organismo, los centros nerviosos (contactos nervioso-nerviosos) se cansan incluso antes durante el trabajo.

El papel del sistema nervioso en la fatiga de todo el organismo está demostrado por estudios de fatiga en hipnosis (canasta de pesas), estableciendo la influencia del "descanso activo" sobre la fatiga, el papel del sistema nervioso simpático (fenómeno de Orbeli-Ginetzinsky ), etc.

La ergografía se utiliza para estudiar la fatiga muscular en humanos. La forma de la curva de fatiga y la cantidad de trabajo realizado varían extremadamente entre diferentes individuos e incluso entre el mismo sujeto en diferentes condiciones.

16. Características fisiológicas de los músculos lisos. Tono plástico de los músculos lisos.

Una propiedad importante del músculo liso es su gran el plastico , aquellos. la capacidad de mantener la longitud dada mediante el estiramiento sin cambiar la tensión. El músculo esquelético, por el contrario, se acorta inmediatamente después de que se elimina la carga. El músculo liso permanece estirado hasta que, bajo la influencia de alguna irritación, se produce su contracción activa. La propiedad de la plasticidad es de gran importancia para el funcionamiento normal de los órganos huecos; gracias a ella, la presión dentro de un órgano hueco cambia relativamente poco con los diferentes grados de llenado.

Hay diferentes tipos de músculos lisos. En las paredes de la mayoría de los órganos huecos hay fibras musculares con una longitud de 50 a 200 micrones y un diámetro de 4 a 8 micrones, que están muy adyacentes entre sí y, por lo tanto, cuando se examinan con un microscopio, parece que Forman morfológicamente un todo. Sin embargo, el examen con microscopio electrónico muestra que están separados entre sí por espacios intercelulares, cuya anchura puede ser de 600 a 1500 angstroms. A pesar de esto, el músculo liso funciona como una unidad. Esto se expresa en el hecho de que las ondas AP y lentas de despolarización se propagan libremente de una fibra a otra.

En algunos músculos lisos, por ejemplo, en el músculo ciliar del ojo o en los músculos del iris, las fibras están ubicadas por separado y cada una tiene su propia inervación. En la mayoría de los músculos lisos, las fibras nerviosas motoras se encuentran sólo en una pequeña cantidad de fibras.

El potencial de reposo de las fibras musculares lisas, que tienen automaticidad, presenta pequeñas fluctuaciones constantes. Su valor durante la abducción intracelular es de 30 a 70 mV. El potencial de reposo de las fibras musculares lisas que no tienen automaticidad es estable e igual a 60-70 mV. En ambos casos, su valor es menor que el potencial de reposo del músculo esquelético. Esto se debe a que la membrana de las fibras musculares lisas en reposo se caracteriza por una permeabilidad relativamente alta a los iones Na. Los potenciales de acción en los músculos lisos también son ligeramente más bajos que en los músculos esqueléticos. El exceso sobre el potencial de reposo no supera los 10-20 mV.

El mecanismo iónico de aparición de AP en los músculos lisos es algo diferente al de los músculos esqueléticos. Se ha establecido que la despolarización regenerativa de la membrana, que subyace al potencial de acción en varios músculos lisos, se asocia con un aumento de la permeabilidad de la membrana para los iones Ca++, en lugar de Na+.

Muchos músculos lisos exhiben actividad automática y espontánea. Se caracteriza por una lenta disminución del potencial de membrana en reposo que, cuando se alcanza un cierto nivel, se acompaña de la aparición de AP.

Fibras nerviosas y del músculo esquelético, la excitación se propaga a través de corrientes eléctricas locales que surgen entre las secciones despolarizadas y en reposo adyacentes de la membrana celular. El mismo mecanismo es característico de los músculos lisos. Sin embargo, a diferencia de lo que ocurre en los músculos esqueléticos, en los músculos lisos un potencial de acción que surge en una fibra puede extenderse a las fibras vecinas. Esto se debe al hecho de que en la membrana de las células del músculo liso en la zona de contacto con las vecinas hay zonas de resistencia relativamente baja, a través de las cuales los bucles de corriente que surgen en una fibra pasan fácilmente a las vecinas, provocando despolarización de sus membranas. En este sentido, el músculo liso es similar al músculo cardíaco. La única diferencia es que en el corazón todo el músculo se excita desde una célula, y en el músculo liso, la EP que surge en un área se propaga desde ella solo a una cierta distancia, lo que depende de la fuerza del estímulo aplicado.

Otra característica importante de los músculos lisos es que el potencial de acción que se propaga hacia abajo sólo se produce si el estímulo aplicado excita simultáneamente un cierto número mínimo de células musculares. Esta "zona crítica" tiene un diámetro de aproximadamente 100 micrones, lo que corresponde a 20-30 células paralelas. La velocidad de excitación en varios músculos lisos varía de 2 a 15 cm/seg. aquellos. significativamente menor que en el músculo esquelético.

Al igual que en el músculo esquelético, en el músculo liso los potenciales de acción tienen un valor desencadenante para el inicio del proceso contráctil. La conexión entre excitación y contracción también se realiza aquí con ayuda de Ca++. Sin embargo, en las fibras del músculo liso el retículo sarcoplásmico está poco expresado, por lo que el papel principal en el mecanismo de contracción se asigna a aquellos iones Ca++ que penetran en la fibra muscular durante la generación del potencial de acción.

Con una gran fuerza de irritación única, puede producirse una contracción del músculo liso. El período latente de su contracción es mucho más largo que el esquelético, alcanzando 0,25-1 s. La duración de la contracción en sí también es larga: hasta 1 minuto. La relajación se produce de forma especialmente lenta después de la contracción. La onda de contracción se propaga a través de los músculos lisos a la misma velocidad que la onda de excitación (2-15 cm/seg). Pero esta lentitud de la actividad contráctil se combina con una gran fuerza de contracción del músculo liso. Así, los músculos del estómago de las aves son capaces de levantar 2 kg por 1 mm cuadrado. su sección transversal.

Debido a la lentitud de la contracción, el músculo liso, incluso con una estimulación rítmica rara (10-12 por minuto), entra fácilmente en un estado prolongado de contracción persistente, que recuerda al tétanos del músculo esquelético. Sin embargo, los costes energéticos para tal reducción son muy bajos.

La capacidad de automatizar los músculos lisos es inherente a sus fibras musculares y está regulada por elementos nerviosos que se encuentran en las paredes de los órganos del músculo liso. La naturaleza miogénica del automatismo ha sido demostrada mediante experimentos con tiras de músculos de la pared intestinal libres de elementos nerviosos. El músculo liso reacciona a todas las influencias externas cambiando la frecuencia de los ritmos espontáneos, lo que resulta en contracciones o relajaciones del músculo. El efecto de la irritación de los músculos lisos intestinales depende de la relación entre la frecuencia de la estimulación y la frecuencia natural de los ritmos espontáneos: con tono bajo (EP espontánea rara), la irritación aplicada aumenta el tono; con tono alto, la relajación se produce en respuesta a la irritación. , ya que la aceleración excesiva de los impulsos hace que cada impulso posterior caiga en una fase refractaria respecto al anterior.

17. Estructura y funciones de las fibras nerviosas. El mecanismo de excitación.

Fibras nerviosas mielinizadas y amielínicas. El significado de los nodos de Ranvier.

La función principal de los axones es conducir los impulsos que surgen en una neurona. Los axones pueden estar cubiertos por una vaina de mielina (fibras mielinizadas) o carecer de ella (fibras amielínicas). Las fibras mielinizadas son más comunes en los nervios motores, mientras que las fibras no mielinizadas predominan en el sistema nervioso autónomo (autónomo).

Una fibra nerviosa mielinizada individual consta de un cilindro axial cubierto por una vaina de mielina formada por células de Schwann. El cilindro axial tiene membrana y axoplasma. La vaina de mielina es producto de la actividad de la célula de Schwann y está formada por un 80% de lípidos con alta resistencia óhmica y un 20% de proteínas.

La vaina de mielina no cubre el cilindro axial con una cubierta continua, sino que se interrumpe, dejando áreas abiertas del cilindro axial, llamadas nódulos de Ranvier. La longitud de las secciones entre estas intercepciones es diferente y depende del grosor de la fibra nerviosa: cuanto más gruesa es, mayor es la distancia entre las intercepciones (fig. 2.17).

Las fibras nerviosas amielínicas están cubiertas únicamente por la vaina de Schwann.

La conducción de la excitación en las fibras amielínicas difiere de la de las fibras mielinizadas debido a la diferente estructura de las membranas. En las fibras amielínicas, la excitación cubre gradualmente secciones adyacentes de la membrana del cilindro axial y, por tanto, se extiende hasta el final del axón. La velocidad de propagación de la excitación a lo largo de la fibra está determinada por su diámetro.

En las fibras nerviosas sin mielina, donde los procesos metabólicos no proporcionan una compensación rápida del gasto de energía durante la excitación, la propagación de esta excitación se produce con un debilitamiento gradual, con una disminución. La conducción decreciente de la excitación es característica de un sistema nervioso poco organizado.

En los animales superiores, gracias principalmente a la presencia de la vaina de mielina y a la perfección del metabolismo en la fibra nerviosa, la excitación transcurre sin desvanecimiento, sin disminución. Esto se ve facilitado por la presencia de una carga igual en toda la membrana de la fibra y su rápida restauración después del paso de la excitación.

En las fibras mielinizadas, la excitación cubre solo áreas de intercepciones nodales, es decir, pasa por alto las áreas cubiertas de mielina. Esta conducción de excitación a lo largo de la fibra se llama saltador (espaciado). En los nodos, el número de canales de sodio alcanza los 12.000 por 1 µm, mucho más que en cualquier otra parte de la fibra. Como resultado, las intercepciones nodales son las más excitables y proporcionan una mayor velocidad de excitación. El tiempo de conducción de la excitación a lo largo de la fibra de mielina es inversamente proporcional a la longitud entre intersecciones.

La conducción de la excitación a lo largo de la fibra nerviosa no se altera durante mucho tiempo (muchas horas). Esto indica una baja fatiga de la fibra nerviosa. Se cree que la fibra nerviosa es relativamente incansable debido a que los procesos de resíntesis de energía en ella avanzan a una velocidad suficientemente alta y logran restaurar el gasto de energía que se produce durante el paso de la excitación.

En el momento de la excitación, la energía de la fibra nerviosa se gasta en el funcionamiento de la bomba de sodio-potasio. En los nodos de Ranvier se desperdician cantidades de energía especialmente grandes debido a la alta densidad de los canales de sodio y potasio.

J. Erlanger y H. Gasser (1937) fueron los primeros en clasificar las fibras nerviosas según la velocidad de excitación. La velocidad de excitación a lo largo de las fibras nerviosas mixtas varía cuando se utiliza un electrodo extracelular. Los potenciales de las fibras que conducen la excitación a diferentes velocidades se registran por separado (figura 2.18).

Dependiendo de la velocidad de excitación, las fibras nerviosas se dividen en tres tipos: A, B, C. A su vez, las fibras de tipo A se dividen en cuatro grupos: A α , A β , A γ , A δ . Las fibras del grupo A tienen la mayor velocidad de conducción (hasta 120 m/s) α , que consta de fibras con un diámetro de 12 a 22 micrones. Otras fibras tienen un diámetro menor y, en consecuencia, la excitación a través de ellas se produce a menor velocidad (Tabla 2.4).

El tronco nervioso está formado por una gran cantidad de fibras, pero la excitación que recorre cada una de ellas no se transmite a las vecinas. Esta característica de la conducción de la excitación a lo largo del nervio se llama ley de conducción de excitación aislada a lo largo de una única fibra nerviosa. La posibilidad de tal conducta es de gran importancia fisiológica, ya que asegura, por ejemplo, el aislamiento de la contracción de cada unidad neuromotora.

La capacidad de una fibra nerviosa para conducir la excitación de forma aislada se debe a la presencia de membranas, así como al hecho de que la resistencia del líquido que llena los espacios entre fibras es significativamente menor que la resistencia de la membrana de la fibra. Por lo tanto, la corriente que sale de la fibra excitada se desvía hacia el líquido y resulta débil para excitar las fibras vecinas. Una condición necesaria para la conducción de la excitación en un nervio no es sólo su continuidad anatómica, sino también su integridad fisiológica. En cualquier conductor metálico, la corriente eléctrica fluirá siempre que el conductor mantenga continuidad física. Para un “conductor” nervioso esta condición no es suficiente: la fibra nerviosa también debe mantener su integridad fisiológica. Si se violan las propiedades de la membrana de la fibra (ligadura, bloqueo con novocaína, amoníaco, etc.), se detiene la conducción de la excitación a lo largo de la fibra. Otra propiedad característica de la conducción de la excitación a lo largo de una fibra nerviosa es la capacidad de conducción bilateral. La aplicación de estimulación entre dos electrodos de salida en la superficie de una fibra inducirá potenciales eléctricos debajo de cada electrodo.

Tabla - Velocidad de excitación a lo largo de las fibras nerviosas.

grupo de fibras	Diámetro de la fibra, µm	Velocidad de conducción, m/s

18. Leyes de conducción de la excitación a lo largo de los nervios. Clasificación de las fibras nerviosas. La velocidad de excitación a lo largo de las fibras nerviosas, sus características relacionadas con la edad.

19. Estructura de la sinapsis neuromuscular. El mecanismo de transmisión de la excitación del nervio al músculo.Potencial de placa terminal, sus propiedades.

Las sinapsis son los contactos que establecen a las neuronas como entidades independientes. La sinapsis es una estructura compleja y consta de una parte presináptica (el extremo del axón que transmite la señal), una hendidura sináptica y una parte postsináptica (la estructura de la célula receptora).

Las sinapsis neuromusculares aseguran la conducción de la excitación de la fibra nerviosa a la fibra muscular gracias al mediador acetilcolina, que, cuando se excita la terminación nerviosa, pasa a la hendidura sináptica y actúa sobre la placa terminal de la fibra muscular.

La acetilcolina se forma y acumula en forma de vesículas en la terminal presináptica. Cuando es excitada por un impulso eléctrico que viaja a lo largo del axón, la parte presináptica de la sinapsis se vuelve permeable a la acetilcolina.

Esta permeabilidad es posible debido a que como resultado de la despolarización de la membrana presináptica se abren sus canales de calcio. El ion Ca2+ ingresa a la parte presináptica de la sinapsis desde la hendidura sináptica. La acetilcolina se libera y entra en la hendidura sináptica. Aquí interactúa con sus receptores en la membrana postsináptica que pertenece a la fibra muscular. Los receptores, cuando se excitan, abren un canal proteico incrustado en la capa lipídica de la membrana. Los iones Na+ penetran en la célula muscular a través del canal abierto, lo que provoca la despolarización de la membrana de la célula muscular y, como resultado, el desarrollo del llamado potencial de placa terminal (EPP). Dado que este potencial normalmente siempre está por encima del umbral, provoca un potencial de acción que se propaga a lo largo de la fibra muscular y provoca la contracción. El potencial de la placa terminal es corto, ya que la acetilcolina, en primer lugar, se desconecta rápidamente de los receptores y, en segundo lugar, la AChE la hidroliza.

La sinapsis neuromuscular transmite la excitación en una dirección: desde la terminación nerviosa hasta la membrana postsináptica de la fibra muscular, lo que se debe a la presencia de un vínculo químico en el mecanismo de transmisión neuromuscular.

La velocidad de excitación a través de la sinapsis es mucho menor que a lo largo de la fibra nerviosa, ya que aquí se dedica tiempo a la activación de la membrana presináptica, el paso de calcio a través de ella, la liberación de acetilcolina en la hendidura sináptica, la despolarización del sistema postsináptico. membrana y el desarrollo de PPP.

Nota explicativa

El curso optativo propuesto contiene información sobre la célula, la unidad elemental de la naturaleza viva, y está dirigido a estudiantes de clases especializadas con interés en la citología y la bioquímica. El curso optativo propuesto apoya y profundiza los conocimientos básicos de biología. Estudiar un curso optativo ayudará a elegir la educación superior y las actividades profesionales.

El curso se basa en los conocimientos y habilidades adquiridos por los estudiantes mientras estudian biología. Durante las lecciones se espera que los estudiantes adquieran experiencia en la búsqueda de información sobre los temas propuestos. Los estudiantes mejoran sus habilidades en la preparación de resúmenes, informes, mensajes sobre un tema elegido y practican técnicas experimentales.

El curso optativo tiene una duración de 35 horas y el programa prevé el estudio de cuestiones teóricas, la realización de seminarios y trabajos de laboratorio.

Objetivo del curso: Estudio en profundidad de la estructura y propiedades de la célula, necesario para una comprensión integral de los hechos, fenómenos y procesos biológicos.

Objetivos del Curso: desarrollar la capacidad de identificar, revelar y utilizar la relación entre la estructura y función de una célula al considerar procesos y fenómenos biológicos; consolidación de habilidades y habilidades necesarias para el trabajo de laboratorio; involucrar a los estudiantes en trabajo independiente con literatura adicional; estimular la actividad cognitiva de los estudiantes interesados ​​en citología y bioquímica; formación de destrezas y habilidades para una comprensión integral del conocimiento en biología.

Concepto básico del curso: el uso de un enfoque integrado al estudiar organismos en diferentes niveles de organización, la formación del pensamiento evolutivo.

Como resultado de estudiar el curso. los estudiantes deben saber:

– dispositivo de un microscopio y métodos de trabajo con él;
– disposiciones de la teoría celular;
– similitudes y diferencias entre células vegetales y animales;
– el papel de diversos compuestos químicos en la célula;
– principales componentes y orgánulos de la célula;
– características estructurales de las células procarióticas y eucariotas;
– trastornos del metabolismo de proteínas y carbohidratos;
– el significado de los elementos minerales individuales.

Los estudiantes deberían poder:

– trabajar con un microscopio;
– nombrar las partes principales de la célula, reconocerlas en diagramas y fotografías;
– realizar preparativos sencillos para el examen microscópico;
– formatear correctamente el trabajo de laboratorio;
– trabajar de forma independiente con literatura adicional y utilizar tecnologías modernas.

El artículo fue publicado con el apoyo de un curso electrónico de preparación para el Examen Estatal Unificado de Matemáticas. Examen Estatal Unificado de Matemáticas nivel básico y nivel perfil. Videoconferencias, presentaciones en línea y pruebas convenientes para prepararse para el Examen Estatal Unificado de 2016. Preparación rápida y efectiva para el Examen Estatal Unificado de matemáticas para la admisión a las principales universidades de Rusia. Para obtener más detalles, consulte el sitio web, que se encuentra en: “USE-in-mathematics.online”.

Tema 1. Celda: historia del estudio (3 horas)

Lección 1. Introducción a la citología celular. Una célula es un sistema integral. Historia del estudio de las células. Tareas de la citología moderna.

Lección 2 . Creación de la teoría celular. Métodos para estudiar células. Paralelismo en la evolución de la tecnología microscópica y el nivel de la investigación citológica.

Lección 3 . Trabajo de laboratorio No. 1."Diseño de microscopios y técnicas de microscopía".

Tema 2. Química celular (8 horas)

Lección 1. Elementos químicos en la célula. Características de la composición química de los seres vivos. Iones en la célula y el cuerpo. El contenido de compuestos químicos en la célula. El papel del agua en un sistema vivo.

Lección 2 . Compuestos orgánicos. Química de las proteínas. Las proteínas son coloides, las proteínas son electrolitos anfóteros y las proteínas son compuestos hidrófilos.

Trabajo de laboratorio No. 2."Evidencia de la función biocatalítica de las proteínas enzimáticas".

Lección 3 . Aminoácidos esenciales. Fenómenos patológicos en ausencia de proteínas en los alimentos y trastornos del metabolismo proteico.

Lección 4 . Trabajo de laboratorio No. 3."Detección de proteínas en objetos biológicos".

Lección #5 . Los carbohidratos son las sustancias orgánicas más comunes en la Tierra. Relación entre la estructura de los carbohidratos y las funciones biológicas. Patologías asociadas con alteración del metabolismo de los carbohidratos en el cuerpo: los niveles de azúcar en sangre son normales y en patologías, hiper e hipoglucemia, diabetes mellitus.

Lección #6 . Trabajo de laboratorio No. 4."Detección de carbohidratos en objetos biológicos".

Lección #7 . Lípidos. El papel de los lípidos en el surgimiento de una cierta autonomía de un sistema biológico como una célula.

Trabajo de laboratorio No. 5."Detección de lípidos en objetos biológicos".

Lección #8 . Ácidos nucleicos. Modelo de Watson y Crick.

Trabajo de laboratorio No. 6.“Aislamiento de desoxinucleoproteína del tejido del bazo (hígado). Reacción cualitativa al ADN."

Tema 3. Plano general de la estructura celular (10 horas)

Lección 1 . Membrana. Modelo moderno de la estructura de la membrana celular. Pared celular, glicocálix.

Lección 2 . Citoesqueleto, sus componentes y funciones en diferentes tipos de células.

Lección 3 . Transporte de membrana.

Lección 4 . Endocitosis y función receptora de la membrana.

Lecciones n.° 5 y 6 . Organelos de membrana de la célula.

Lecciones nº 7–8. Organelos celulares no membranosos. Procariotas y eucariotas. Célula eucariota animal y vegetal.

Trabajo de laboratorio No. 7."Características estructurales de procariotas y eucariotas".

Lección #9 . Trabajo de laboratorio No. 8."Propiedades fisiológicas de la membrana celular".

Lección #10 . Seminario. Perspectivas de desarrollo de la membranología.

Tema 4. Metabolismo (6 horas)

Lección 1 . Fuentes de energía celular. Heterótrofos y autótrofos.

Lección 2 . Las mitocondrias son las estaciones de energía de la célula. Esquema de biosíntesis de ATP.

Lección 3 . El mecanismo de la fotosíntesis. Quimiosíntesis.

Lección 4 . Biosíntesis de proteínas. Estructura genética. Transcripción.

Lección #5 . Ribosomas. Tipos y estructuras de ribosomas en procariotas y eucariotas.

Lección #6 . Transmisión. Regulación de la transcripción y traducción. Factores epigenéticos.

Tema 5. Aparato nuclear y reproducción celular (6 horas)

Lección 1 . Concepto de cromatina. El núcleo de una célula eucariota. Carioplasma.

Lección 2 . Ciclo de vida de una célula. Reproducción celular.

Lección 3 . Concepto de células madre.

Lección 4 . Envejecimiento y muerte celular. Necrosis y apoptosis. Cáncer.

Lección #5 . Trabajo de laboratorio No. 9.. "Mitosis en células de raíz de cebolla".

Lección #6 . Seminario.

Tema 6. Evolución celular (2 horas)

Lecciones #1–2 . Teoría de la evolución de procariotas y eucariotas. Conferencia final “Etapas primarias de la evolución biológica”.

Trabajo de laboratorio nº 1. “El diseño de un microscopio óptico y técnicas de microscopía”

Objetivo del trabajo: Con base en el conocimiento de la estructura de un microscopio óptico, dominar la técnica de microscopía y preparación de microportamentos temporales. Familiarícese con las reglas para realizar trabajos de laboratorio.

Equipo: microscopio para cada estudiante. Portaobjetos y cubreobjetos, pipetas, vasos de agua, algodones, papel de filtro, pinzas, tijeras, libreta, álbum. Diagrama del microscopio y sus partes.

Progreso

Considere las partes principales de un microscopio: mecánica, óptica y de iluminación.

La parte mecánica incluye: trípode, escenario, tubo, revólver, tornillos macro y micrométricos.

La parte óptica del microscopio está representada por un ocular y objetivos. Ocular (lat. ókulus– ojo) está situado en la parte superior del tubo y mira hacia el ojo. Se trata de un sistema de lentes encerradas en una funda. Por el número en la superficie superior del ocular se puede juzgar su factor de aumento (×7, ×10, ×15). Si es necesario, se puede retirar el ocular del tubo y sustituirlo por otro. En el lado opuesto del tubo hay una placa giratoria o revólver (lat. revólver– rotar), que contiene casquillos para lentes. Una lente es un sistema de lentes, tienen diferentes aumentos. Hay una lente de bajo aumento (×8), una lente de alto aumento (×40) y una lente de inmersión para estudiar objetos pequeños (×90). El aumento total del microscopio es igual al aumento del ocular multiplicado por el aumento del objetivo.

La parte de iluminación consta de un espejo, un condensador y un diafragma.

El condensador está situado entre el espejo y el escenario. Se compone de dos lentes. Se utiliza un tornillo especial para mover el condensador. Cuando se baja el condensador, la iluminación disminuye; cuando se sube, aumenta. Al cambiar la posición de las placas del diafragma, también puede ajustar la iluminación mediante un mando especial.

Ejercicio: Dibuja un microscopio y etiqueta sus partes.

Reglas para trabajar con un microscopio.

1. Instale el microscopio con el trípode mirando hacia usted y el escenario alejado de usted.

2. Coloque la lente de bajo aumento en la posición de trabajo.

3. Mientras mira a través del ocular con el ojo izquierdo, gire el espejo en diferentes direcciones hasta que el campo de visión esté iluminado de manera brillante y uniforme.

4. Coloque la preparación preparada en el escenario (con el cubreobjetos hacia arriba) de manera que quede en el centro del agujero del escenario.

5. Bajo control visual (no mire a través del ocular, sino de lado), baje lentamente el tubo utilizando el macrotornillo de modo que la lente quede a una distancia de 2 mm de la muestra.

6. Mirando a través del ocular, levante lentamente el tubo hasta que aparezca una imagen del objeto.

7. Para proceder a examinar el objeto con un gran aumento del microscopio, es necesario centrar la preparación, es decir. Coloque el objeto en el centro del campo de visión.

8. Girando el revólver, mueva la lente de gran aumento a la posición de trabajo.

9. Bajar el tubo bajo control visual casi hasta que entre en contacto con el fármaco.

10. Mirando a través del ocular, levante lentamente el tubo hasta que aparezca una imagen.

11. Para un enfoque fino, utilice un tornillo microscópico.

12. Al dibujar la preparación, mire por el ocular con el ojo izquierdo.

Ejercicio: reescriba las reglas para trabajar con un microscopio en un cuaderno para trabajos de laboratorio.

Método para preparar una preparación temporal.

1. Tome un portaobjetos de vidrio, sujételo por sus bordes laterales y colóquelo sobre la mesa.

2. Coloque un objeto, por ejemplo trozos de algodón de 1,5 cm de largo, en el centro del vaso y, con una pipeta, aplique una gota de agua sobre el objeto.

3. Coloque un cubreobjetos sobre el portaobjetos. Retire el exceso de agua con un trozo de papel de filtro.

4. Considere el medicamento terminado.

5. Dibuja en un álbum cómo se ven las fibras de algodón con un aumento bajo y alto.

Microscopía de protozoos.

De un acuario que no haya sido limpiado durante mucho tiempo, tomar una gota junto con una ramita de planta o una hoja de lenteja de agua y examinarla al microscopio con bajo aumento. Por lo general, se ven una variedad de protozoos: zapatilla ciliada, amebas, de vida libre y adheridas a algas (suvoiki). También puede haber organismos multicelulares en el agua: pequeños gusanos y crustáceos (cíclopes, dafnias). Al observar esta preparación, puedes practicar cómo apuntar el microscopio a objetos en movimiento.

Reglas para completar el trabajo de laboratorio.

Un elemento necesario en el estudio microscópico de un objeto es su boceto en un álbum. Para ello es necesario disponer de un álbum de 21x30 cm y lápices (simples y de colores). Se necesita un cuaderno para anotar material de texto y completar diagramas.

1. Sólo puedes dibujar en un lado de la hoja.

2. Antes de comenzar el boceto, escribe el nombre del tema en la parte superior de la página.

3. El dibujo debe ser grande, los detalles son claramente visibles.

4. El dibujo debe reflejar correctamente las formas, la proporción de volumen y tamaño de las partes individuales y del todo.

Primero debe dibujar el contorno del objeto (grande), luego en el interior, los contornos de los detalles y luego dibujarlos claramente.

5. Dibuja, repitiendo claramente todas las líneas del objeto. Para hacer esto, no debes apartar la vista del microscopio, solo desviar tu atención del objeto al dibujo (esto es necesario que lo aprendas).

6. Cada dibujo debe estar etiquetado con partes. Todas las inscripciones deben ser paralelas entre sí. Se colocan flechas en partes individuales del objeto y el nombre de la parte del objeto se escribe junto a cada parte.

Trabajo de laboratorio nº 2. “Prueba de la función biocatalítica de las proteínas enzimáticas”

Objetivo del trabajo: demostrar el efecto catalítico de las proteínas enzimáticas, mostrar su alta especificidad y actividad óptima en condiciones fisiológicas.

Equipo: gradilla con tubos de ensayo, pipetas de 1 ml, baño María, termostato; Solución de almidón al 1%, solución de yodo al 1% en yoduro de potasio, solución de sulfato de cobre al 5%, solución de hidróxido de sodio al 10%, solución de sacarosa al 2%, solución de ácido clorhídrico al 0,2%, solución de saliva diluida con agua 5 veces (a 1 volumen de saliva agregue 4 volúmenes de agua).

Progreso

1. Hidrólisis enzimática del almidón.

La amilasa salival actúa como una enzima que hidroliza el almidón en sus partes constituyentes (maltosa, glucosa). Los resultados del experimento se evalúan mediante reacciones cromáticas: con yodo y la reacción de Trommer (reacción cualitativa a la glucosa). El almidón no hidrolizado da un color azul con yodo y una reacción de Trommer negativa. Los productos de la hidrólisis del almidón no reaccionan con el yodo, pero dan color en la reacción de Trommer.

Los volúmenes se pueden medir en gotas: 1 gota equivale aproximadamente a 0,2 ml.

1. Tome dos tubos de ensayo (No. 1 y No. 2) y agregue 10 gotas de solución de almidón al 1% a cada uno.

2. Añadir 4 gotas de agua (control) al tubo de ensayo N° 1, mezclar cuidadosamente el contenido y colocar el tubo de ensayo en un baño de agua o en un termostato a 37 °C durante 20 minutos.

3. Después de 5 minutos, agregue 4 gotas de solución de saliva diluida en el tubo de ensayo No. 2 y colóquelo también en el termostato durante 20 minutos.

4. Después de mantenerlo en un termostato, transfiera 4 gotas del tubo de ensayo No. 1 a 2 tubos de ensayo diferentes.

5. Agregue 1 gota de una solución de yodo al 1% en yoduro de potasio a uno de los tubos de ensayo, 1 gota de una solución de sulfato de cobre al 5% y 4 gotas de una solución de hidróxido de sodio al 10% al otro y caliente con cuidado. este tubo de ensayo hasta que hierva.

6. Repetir lo mismo con el contenido del tubo de ensayo N° 2.

En presencia de agua, la hidrólisis del almidón no se produce, y en la reacción con yodo debe aparecer un color azul del almidón, y en la reacción de Trommer la solución debe permanecer azul. La amilasa salival hidroliza el almidón a glucosa: no hay reacción con el yodo, pero en la reacción de Trommer, la coloración se produce primero en amarillo (formación de CuOH) y luego en rojo ladrillo (formación de Cu(OH) 2).

2. Especificidad de la acción enzimática.

Cada enzima actúa sobre una sola sustancia o grupo de sustratos similares. Esto se debe a la correspondencia entre la estructura de la enzima (su centro activo) y la estructura del sustrato. Por ejemplo, la amilasa actúa sólo sobre el almidón y la sacarasa sólo sobre la sacarosa.

1. Preparación de solución de sacarasa. Tomar 10 g de levadura de panadería fresca o 3 g de seca, triturar en un mortero de porcelana con 6 ml de agua destilada, añadir 20 ml de agua y filtrar con un algodón (conservar en frigorífico).

2. Preparación de solución de amilasa. Mida 50 ml de agua destilada y enjuáguese la boca con ella en 2-4 dosis durante 3-5 minutos. El líquido recogido se filtra a través de un algodón y se utiliza como solución de amilasa.

3. Tome 4 tubos de ensayo. Agregue 10 gotas de solución de almidón al 1% en los tubos de ensayo No. 1 y No. 2. Agregue 10 gotas de solución de sacarosa al 2% a los tubos de ensayo No. 3 y No. 4. Agregue 5 gotas de solución de amilasa a los tubos de ensayo No. 1 y No. 3. Agregue 5 gotas de solución de sacarasa a los tubos de ensayo No. 2 y No. 4. Remueve y mantén en un termostato a una temperatura de 38-40 °C durante 15 minutos.

Realizar reacciones con yodo y Trommer con el contenido de los cuatro tubos de ensayo. Completa la tabla.

Mesa. Determinación de la especificidad de la acción enzimática.

En las conclusiones cabe señalar en qué tubo de ensayo y en qué condiciones se detectó la acción de las enzimas y por qué.

3. Efecto del pH sobre la actividad enzimática.

Para cada enzima existe un cierto valor de reacción del entorno en el que exhibe su máxima actividad. Un cambio en el pH del ambiente provoca una disminución o inhibición completa de la actividad enzimática.

Agregue 1 ml de agua destilada a 8 tubos de ensayo. Agregue 1 ml de solución de ácido clorhídrico al 0,2% al tubo de ensayo No. 1 y mezcle. Tomar 1 ml de la mezcla del tubo de ensayo No. 1 y transferirlo al tubo de ensayo No. 2, mezclar, transferir 1 ml al tubo de ensayo No. 3, etc. Tome 1 ml del tubo de ensayo número 8 y viértalo. Obtenemos medios con diferentes valores de pH. Los valores de pH se pueden comprobar con un medidor de pH o con papel indicador universal.

Agregue 2 ml de solución de almidón al 1% y 1 ml de solución de amilasa a cada tubo de ensayo (ver arriba). Agitar los tubos de ensayo y colocar en un termostato a 37 ° C durante 15 min.

Después de enfriar, agregue una gota de una solución de yodo al 1% en yoduro de potasio a todos los tubos de ensayo. La hidrólisis completa se producirá en los tubos de ensayo nº 5 y nº 6, donde el pH del medio de solución está en el rango de 6,8 a 7,2, es decir en condiciones óptimas para la acción de la amilasa.

Trabajo de laboratorio nº 3. “Detección de proteínas en objetos biológicos”

Objetivo del trabajo: probar la presencia de proteínas en objetos biológicos.

Equipo: gradilla con tubos de ensayo, pipeta, baño María, gotero; solución de clara de huevo; Solución de NaOH al 10%, solución de sulfato de cobre al 1%, solución acuosa de ninhidrina al 0,5%; ácido nítrico (concentrado).

Progreso

1. Reacción de Biuret para la determinación de enlaces peptídicos.

El método se basa en la capacidad de un enlace peptídico en un ambiente alcalino para formar compuestos complejos coloreados con sulfato de cobre.

Agregue 5 gotas de una solución de clara de huevo al 10% (la clara se filtra a través de una gasa y luego se diluye 1:10 con agua destilada), tres gotas de una solución de hidróxido de sodio al 10% y 1 gota de una solución de sulfato de cobre al 1% en una prueba. tubo y mezclar.

El contenido del tubo de ensayo adquiere un color azul violeta.

2. Reacción de ninhidrina.

Las proteínas, polipéptidos y aminoácidos libres dan un color azul o violeta con la ninhidrina.

Agregue 5 gotas de una solución de clara de huevo al 10% en un tubo de ensayo, agregue 5 gotas de una solución acuosa de ninhidrina al 0,5% y caliente. Después de 2 a 3 minutos, se desarrolla un color rosado o azul violeta.

3. Reacción de xantoproteínas (griego. xantos- amarillo). Mediante esta reacción, se detectan en la proteína aminoácidos que contienen anillos de benceno (triptófano, tirosina, etc.).

Agregue 5 gotas de una solución de clara de huevo al 10% en un tubo de ensayo, agregue 3 gotas de ácido nítrico concentrado (con cuidado) y caliente. Después de enfriar, agregue de 5 a 10 gotas de solución de hidróxido de sodio al 10% en el tubo de ensayo hasta que aparezca un color naranja (esto está asociado con la formación de sal de sodio de compuestos nitro cíclicos).

Cristales en células vegetales.

Trabajo de laboratorio nº 4. “Detección de carbohidratos en objetos biológicos”

Objetivo del trabajo: probar la presencia de carbohidratos en objetos biológicos.

Equipo: gradilla con tubos de ensayo; pipetas, baño maría; Solución de almidón al 1%, solución de sacarosa al 1%, solución de fructosa al 1%, solución de yodo al 1% (en solución de yoduro de potasio); Solución alcohólica de naftol al 1%, solución alcohólica de timol al 1%; ácido sulfúrico (concentrado); Reactivo de Selivanov (0,5 g de resorcinol en 100 ml de ácido clorhídrico al 20%).

Progreso

1. Detección de almidón.

Agregue 10 gotas de una solución de almidón al 1% y una gota de una solución de yodo al 1% en yoduro de potasio en un tubo de ensayo. El contenido del tubo de ensayo adquiere un color azul violeta.

2. Detección de carbohidratos.

Mediante reacción con naftol o timol se detectan pequeñas cantidades de carbohidratos o componentes de carbohidratos en compuestos complejos.

Agregue 10 gotas de solución de sacarosa al 1% en dos tubos de ensayo. Agregue 3 gotas de una solución de naftol con alcohol al 1% a un tubo de ensayo. En otro tubo de ensayo, 3 gotas de una solución de timol con alcohol al 1%. Vierta 0,5 ml de ácido sulfúrico concentrado en ambos (con cuidado) y en el borde de los dos líquidos observe un color violeta en un tubo de ensayo con naftol y un color rojo en un tubo de ensayo con timol.

3. Detección de fructosa (reacción de Selivanov).

La fructosa, cuando se calienta con ácido clorhídrico y resorcinol, da un color rojo cereza.

Vierta 10 gotas de reactivo de Selivanov y 2 gotas de solución de fructosa al 1% en un tubo de ensayo y caliente suavemente. Se observa un color rojo.

Trabajo de laboratorio nº 5. “Detección de lípidos en objetos biológicos”

Objetivo del trabajo: demostrar la presencia de lípidos en objetos biológicos.

Equipo: gradilla con tubos de ensayo, baño maría, pipeta, vasos de vidrio, bastoncillos, gasa; yema de huevo de gallina, solución de colesterol al 1% en cloroformo; ácido sulfúrico concentrado, acetona.

Progreso

1. Detección de lecitina.

La lecitina pertenece al grupo de los fosfolípidos, forma parte de las membranas celulares y constituye la mayor parte del tejido cerebral. La lecitina es insoluble en agua y acetona, pero soluble en alcohol etílico, éter y cloroformo.

Coloca en un vaso parte de la yema de un huevo de gallina. Mientras revuelve con un palito, agregue gota a gota alcohol etílico caliente (a razón de 80 ml por yema entera). ¡Calienta el alcohol solo al baño maría! Cuando la solución se haya enfriado, filtrarla en un matraz seco. El filtrado debe ser claro. Debe usarse inmediatamente.

Agregue 10 gotas de acetona a un tubo de ensayo seco y agregue una solución alcohólica de lecitina gota a gota. Se forma un precipitado blanco.

2. Detección de colesterol.

El colesterol es una sustancia parecida a la grasa que es de gran importancia para el organismo. Se encuentra en las membranas de muchos órganos y tejidos y es precursor de los ácidos biliares, la vitamina D, las hormonas sexuales y las hormonas suprarrenales. La reacción de Salkovsky se basa en el hecho de que bajo la influencia del ácido sulfúrico concentrado, el colesterol se deshidrata para formar colesterol de color rojo.

Agregue de 15 a 20 gotas de una solución de colesterol cloroformo al 1% en un tubo de ensayo seco y (con cuidado) agregue 0,5 ml de ácido sulfúrico concentrado a lo largo de la pared del recipiente. Aparece un anillo rojo en la interfaz del líquido.

Trabajo de laboratorio nº 6. “Aislamiento de desoxinucleoproteína del tejido del bazo (hígado). Reacción cualitativa al ADN"

Objetivo del trabajo: demuestran que los ácidos nucleicos están contenidos en grandes cantidades en forma de compuestos con proteínas (desoxinucleoproteínas - DNP) en tejidos ricos en núcleos (bazo, timo, hígado, etc.).

Equipo: soporte con tubos de ensayo, mortero, polvo de vidrio o arena lavada, cristalizador, probetas graduadas de 50 ml y 300 ml, pipetas de 1 ml, palos de madera con muescas, baño María, gasa para filtrar; Solución de cloruro de sodio al 5% (que contiene 0,04% de fosfato tribásico), solución de hidróxido de sodio al 0,4%; reactivo de difenilamina; bazo (hígado) fresco o congelado; ARN de levadura, solución al 0,1% recién preparada.

Progreso

1. Aislamiento de desoxinucleoproteína (DNP) del tejido del bazo (hígado).

El método se basa en la capacidad del DNP para disolverse en soluciones salinas de alta fuerza iónica y precipitar cuando su concentración disminuye.

En un mortero con una pequeña cantidad de polvo de vidrio, muela bien 2 a 3 g de tejido, agregando gradualmente una solución de cloruro de sodio en porciones de 10 a 15 ml (se consume un total de aproximadamente 40 ml de solución) durante 12 a 15 minutos.

Filtrar la solución viscosa resultante a través de dos capas de gasa en un cristalizador. Con un cilindro, mida seis veces (con respecto al filtrado) el volumen de agua destilada y, revolviendo lentamente con un palo de madera, vierta en el filtrado. Los hilos de DNP resultantes se enrollan en un palo, después de lo cual se pueden transferir a un tubo de ensayo para su uso posterior.

2. Reacción cualitativa al ADN.

El método se basa en la capacidad de la desoxirribosa, que forma parte del ADN de las desoxirribonucleoproteínas, de formar compuestos azules con difenilamina cuando se calienta en un medio que contiene una mezcla de ácido acético glacial y ácido sulfúrico concentrado. Con el ARN ribosa, un reactivo similar da un color verde.

Preparación del reactivo de difenilamina: Disuelva 1 g de difenilamina en 100 ml de ácido acético glacial, agregue 2,75 ml de ácido sulfúrico concentrado a la solución.

Agregue 1 ml de solución de hidróxido de sodio al 0,4% a 1/4 del sedimento de DNP (hasta que se disuelva). Añadir 0,5 ml de reactivo de difenilamina. Mezcle el contenido del tubo de ensayo y colóquelo en un baño de agua hirviendo durante 15 a 20 minutos. Tenga en cuenta la coloración característica.

Trabajo de laboratorio nº 7. “Características estructurales de las células procarióticas y eucariotas”

Objetivo del trabajo: basado en el estudio de células de bacterias (procariotas), plantas y animales (eucariotas), para descubrir las principales similitudes en la estructura de bacterias, animales y plantas como indicador de la unidad de organización de las formas vivas.

Equipo: microscopio; portaobjetos y cubreobjetos; pipetas, vasos de agua, pinzas, bisturís, solución de yodo, solución acuosa de tinta; fucsina, solución de azul de metileno, trozos de carne, pescado o clara de huevo, cebolla; tabla de la estructura de células bacterianas, vegetales y animales.

Progreso

1. Preparar con antelación infusiones a partir de diversos productos: carne, pescado, claras de huevo.

Muele una pequeña cantidad de material y colócalo en un matraz, agrega tiza en la punta de un bisturí. Llene 2/3 del volumen con agua. Mantenga el matraz con la infusión en un lugar cálido (en un lugar oscuro) durante 3 a 5 días. Durante este tiempo, se acumulan muchas bacterias diferentes en el medio ambiente.

2. Colocar una gota de infusión en un portaobjetos de vidrio. Examine el medicamento con una lente ×40, pero también puede probar con una lente ×90 (se prepara un medicamento temporal de acuerdo con las reglas descritas en el trabajo anterior).

3. Agrega una gota de rímel. En el contexto general, las células bacterianas no están teñidas.

4. Dibuja células bacterianas.

5. Prepare una preparación temporal de células vegetales. Los núcleos de las células no teñidas no son visibles.

Separar las escamas carnosas de un trozo de cebolla. Hay una fina película en el interior que es necesario quitar y cortar. Coloque un trozo de película en un portaobjetos de vidrio, pipetee la solución de yodo, colóquela sobre la película y cubra con un cubreobjetos.

Puede preparar una preparación de una hoja de elodea, en la que se ven cloroplastos: plastidios verdes.

6. Examine la preparación con bajo aumento. Los núcleos grandes y redondos de las células se tiñen de amarillo con yodo.

7. Gire el microscopio a gran aumento y encuentre la membrana celular. En el núcleo se pueden ver 1-2 nucléolos, a veces se ve la estructura granular del citoplasma. Los huecos sin teñir en el citoplasma de las células son vacuolas.

8. Dibuja varias celdas. Etiqueta: membrana, citoplasma, núcleo, vacuolas (si son visibles).

9. Sobre la preparación terminada, examine las células animales y dibújelas. La figura debe indicar: membrana, citoplasma, núcleo.

10. Tener una discusión conjunta. ¿Qué disposiciones de la teoría celular pueden confirmarse con los resultados del trabajo realizado?

Trabajo de laboratorio nº 8. “Propiedades fisiológicas de la membrana celular”

Objetivo del trabajo: mostrar que la membrana celular tiene permeabilidad selectiva, demostrar el papel de la membrana en el proceso de fagocitosis y pinocitosis, y también familiarizarse con la plasmólisis celular, el proceso de separación del protoplasto (contenido celular) de las paredes celulares.

Equipo: microscopios, cubreobjetos y portaobjetos, escalpelos, agujas de disección, papel de filtro, pipetas, tinta; cultivo de ciliados o amebas, cultivo de tejidos en medio nutritivo, trozos de hojas de elodea; soluciones: cloruro de potasio, cloruro de calcio, cloruro de magnesio,
Solución de albúmina al 2%, solución de cloruro de sodio al 10%; agua destilada.

Progreso

1. Coloque ciliados, amebas o trozos de tejido cultivado en una solución al 10% de cloruro de sodio o potasio. Prepare una preparación para el microscopio. Se puede observar una contracción celular, lo que indica permeabilidad de la membrana celular. En este caso, el agua sale de la célula al medio ambiente.

2. Transfiera las células a una gota de agua destilada o retire la solución de debajo del cubreobjetos usando papel de filtro y reemplácela con agua destilada. Observa cómo las células se hinchan, porque... el agua fluye hacia ellos.

3. Coloque los ciliados o trozos de tejido cultivado en una solución de baja concentración de cloruro de calcio o cloruro de magnesio. Los ciliados y las células cultivadas siguen viviendo. Los iones de calcio y magnesio reducen la permeabilidad de la membrana celular. No hay movimiento de agua a través del caparazón.

4. Coloque las amebas en una gota de solución de albúmina al 2% (clara de huevo de gallina). Prepare una preparación para el microscopio. Después de un tiempo, se forman vesículas, protuberancias y túbulos en la superficie de las amebas. Parece que la superficie de las amebas está “hirviendo”. Esto va acompañado de un intenso movimiento de líquido cerca de la superficie de la membrana. Las gotas de líquido están rodeadas por protuberancias de citoplasma, que luego se cierran entre sí. En ocasiones, las vesículas pinocíticas aparecen repentinamente. Esto sugiere que las gotas de líquido junto con las sustancias disueltas en ellas se capturan rápidamente. La pinocitosis es causada por sustancias que reducen la tensión superficial de la membrana celular. Por ejemplo, aminoácidos, algunas sales.

Inyecta un poco de tinta en la gota de líquido en la que se encuentran las amebas. Prepara la droga. Después de un tiempo, las amebas comienzan a moverse lentamente hacia los granos de la carcasa, liberando pseudópodos (falsópodos). Los granos de la carcasa se adhieren a la superficie de los pseudópodos, están rodeados por ellos y después de un tiempo se sumergen en el citoplasma. Bajo el microscopio se observa el fenómeno de la fagocitosis en la ameba.

literatura para profesores

1. Welsh U., Storch F. Introducción a la citología. Traducción con él. – M.: Mir, 1986.
2. Zavarzín A.A. y etc. Biología Celular. – San Petersburgo: Editorial de la Universidad Estatal de San Petersburgo, 1992.
3. Swenson K., Webster P.– M.: Mir, 1982.
4. cordero m. Biología del envejecimiento. – M.: Mir, 1980.
5. Markosyan A.A. Fisiología. – M.: Medicina, 1968.
6. Liberman E.A.
7. Yermolaev M.V. Química biológica. – M.: Medicina, 1984.
8.Ruvinski A.O. Biología general. – M.: Educación, 1993.

literatura para estudiantes

1. Verde N., Stout W., Taylor D. Biología. En 3 volúmenes - M.: Mir, 1993.
2. De Duve K. Viaje al mundo de una célula viva. – M.: Mir, 1982.
3. Liberman E.A. Celula viva. – M.: Mir, 1987.
4. Kemp P., armas K. Introducción a la biología. – M.: Mir, 1988.

UNIVERSIDAD ESTATAL DE BIELORRUSIA

DEPARTAMENTO DE BIOLOGÍA

Departamento de Fisiología y Bioquímica Vegetal

FISIOLOGÍA

PLANTA

CÉLULAS

para talleres de laboratorio

"Fisiología de las plantas"

para estudiantes de la Facultad de Biología

V. M. Yurin, A. P. Kudryashov, T. I. Ditchenko, O. V. Molchan, I. Smolich Recomendado por el Consejo Académico de la Facultad de Biología 16 de junio de 2009, protocolo No. Candidato a revisor de ciencias biológicas, profesor asociado M. A Jugo Fisiología de las células vegetales: método. recomendaciones para las clases de laboratorio del taller “Fisiología Vegetal” para estudiantes F de la Facultad de Biología / V. M. Yurin [et al.].

– Minsk: BSU, 2009. – 28 p.

Este manual es un elemento integral del complejo educativo y metodológico de la disciplina "Fisiología vegetal" e incluye trabajos de laboratorio en la sección "Fisiología de las células vegetales".

Destinado a estudiantes de la Facultad de Biología que cursan las especialidades “Biología” y “Bioecología”.

UDC 581. BBK 28. © BSU,

DE LOS AUTORES

Las recomendaciones metodológicas para las clases de laboratorio son parte integral del curso “Fisiología Vegetal”. El propósito de la publicación es potenciar el trabajo autónomo de los estudiantes, teniendo en cuenta que el proceso de aprendizaje individual debe ser efectivo. El taller del curso “Fisiología Vegetal” tiene como objetivo consolidar el material teórico, adquirir habilidades prácticas para el trabajo y familiarizarse con los métodos básicos de investigación de los procesos fisiológicos de las plantas. A los estudiantes se les ofrecen tareas que detallan el material factual que deben dominar por sí solos.

Esto le permitirá utilizar el tiempo de clase de manera más eficiente.

1. CÉLULA PLANTA CÓMO

SISTEMA OSMÓTICO

Los sistemas osmóticos son sistemas formados por dos soluciones de sustancias de diferentes concentraciones, o una solución y un disolvente, separados por una membrana semipermeable. Una membrana semipermeable ideal permite el paso de las moléculas de disolvente, pero no es permeable a las moléculas de soluto. En todos los sistemas biológicos, el agua es el disolvente. La diferencia en la composición y concentración de sustancias a ambos lados de una membrana semipermeable es la causa de la ósmosis, la difusión dirigida de moléculas de agua a través de una membrana semipermeable.

Si hacemos abstracción de la estructura detallada de la célula vegetal y la consideramos desde el punto de vista del modelo osmótico, entonces se puede argumentar que la célula vegetal es un sistema osmótico vivo.

La membrana plasmática es semipermeable y el citoplasma y el tonoplasto actúan como una sola unidad. Fuera de la membrana semipermeable hay una pared celular que es altamente permeable al agua y a las sustancias disueltas en ella y no interfiere con el movimiento del agua. El papel principal del espacio osmótico de la célula lo desempeña la vacuola, que está llena con una solución acuosa de diversas sustancias osmóticamente activas: azúcares, ácidos orgánicos, sales, pigmentos solubles en agua (antocianinas, etc.). Sin embargo, esta es una idea bastante simplificada de una célula como sistema osmótico, ya que cualquier orgánulo citoplasmático rodeado por una membrana también es una célula osmótica. Como resultado, se produce un movimiento osmótico de agua entre los orgánulos individuales y el citosol.

MODELOS DE CÉLULAS VEGETALES

Notas introductorias. Las características fisicoquímicas únicas de las biomembranas aseguran el flujo de agua y la creación de una alta presión hidrostática (turgencia) en la célula vegetal, la preservación de una distribución anisotrópica de sustancias entre la célula y su entorno, la absorción y liberación selectivas de sustancias y una serie de otras funciones.

La hipótesis sobre la existencia de una membrana plasmática en la superficie celular se planteó en la segunda mitad del siglo XIX. La justificación científica de esta hipótesis (concepto) la dio W. Pfeffer basándose en una explicación de los fenómenos de plasmólisis y deplasmólisis. Según Pfeffer, esta membrana tenía la propiedad de “semipermeable”, es decir, era permeable al agua e impermeable a las sustancias disueltas en agua. En los años siguientes se llevaron a cabo estudios que permitieron no solo demostrar la existencia de tal estructura en la superficie de la célula, sino también estudiar algunas de las propiedades de esta estructura invisibles en los microscopios ópticos. Sin embargo, hasta la segunda mitad del siglo XX. Las biomembranas seguían siendo sólo estructuras hipotéticas de una célula viva. Por lo tanto, para demostrar ciertas propiedades de la membrana plasmática y explicar los patrones de funcionamiento de los mecanismos asociados con la membrana plasmática, los investigadores crearon modelos celulares (“células artificiales”).

En diferentes épocas aparecieron sistemas modelo: "células artificiales" de Pfeffer, Traube, Jacobs y otros. Los dos primeros modelos demostraron los fenómenos de ósmosis, el tercero, los patrones de transferencia de electrolitos débiles a través de la biomembrana. Al realizar trabajos de laboratorio, se propone crear sistemas modelo de “células artificiales” según Traube y Jacobs (modificado).

Al formar los modelos de "células artificiales" de Pfeffer y Traube, en la interfaz entre las soluciones de sal de sangre amarilla y sulfato de cobre, se forma una masa amorfa insoluble en agua de sulfato de hierro y cobre, que tiene propiedades osmóticas casi ideales: permeabilidad al agua y impermeabilidad a sustancias disueltas. Dado que una membrana de hierro y cobre separa dos soluciones, la dirección y magnitud del flujo de agua a través de ella estarán determinadas por la diferencia en los potenciales químicos de las moléculas de agua en lados opuestos de la membrana. Si una membrana de este tipo separara dos soluciones de la misma sustancia, entonces el potencial químico de las moléculas de agua sería mayor en la solución más diluida y el agua se movería hacia la solución de menor concentración. Al determinar la dirección del movimiento del agua en un sistema que contiene diferentes sustancias a ambos lados de la membrana, se debe tener en cuenta el grado de disociación de las sustancias, la valencia y la permeabilidad de la membrana a los iones. Para simplificar la discusión del experimento para obtener una "célula artificial" según Traube, asumimos que la membrana hecha de sulfuro de hierro y cobre es absolutamente impermeable a las sustancias disueltas, el grado de disociación de la sal de sangre amarilla y el sulfato de cobre en soluciones es el mismo. En este caso, para comparar los valores del potencial químico de las moléculas de agua, se pueden utilizar las concentraciones normales de las sales indicadas.

Los principios básicos del proceso de difusión de sustancias de diferentes polaridades a través de las membranas plasmáticas se establecieron en la primera mitad del siglo XX. Según la investigación de Collander y Barlund, el coeficiente de permeabilidad de una membrana a cualquier sustancia se puede predecir por el peso molecular de esta última y su coeficiente de distribución de equilibrio (kр) entre agua y aceite vegetal:

donde CM y SV son las concentraciones de la sustancia que se establecen en un sistema de disolventes en contacto entre sí (aceite y agua) en estado de equilibrio. Para la mayoría de las sustancias que se difunden a través de la membrana plasmática, existe una proporcionalidad directa entre el producto Pi M i y kр (Pi es el coeficiente de permeabilidad de la membrana con respecto a la sustancia i; Mi es el peso molecular de la sustancia i).

El coeficiente kр en este caso actúa como una medida cuantitativa del grado de hidrofobicidad: en el aceite se acumulan más sustancias hidrófobas y se caracterizan por un gran valor kр, mientras que las sustancias hidrófilas, por el contrario, se acumulan en la fase acuosa, para lo cual el kр el valor es menor. De acuerdo con esto, los compuestos apolares deberían penetrar en la célula como resultado del proceso de difusión a través de la capa de lípidos de membrana más fácilmente que los polares. El grado de hidrofobicidad está determinado por la estructura de la molécula de la sustancia. Sin embargo, la hidrofobicidad de una sustancia depende en gran medida del grado de ionización de sus moléculas en solución. A su vez, el grado de ionización de muchas sustancias orgánicas e inorgánicas (electrolitos débiles) está determinado por el valor del pH de la solución.

La "célula artificial" de Jacobs modela la permeabilidad selectiva de la membrana plasmática de las células vegetales hacia moléculas eléctricamente neutras de electrolitos débiles. En su diseño original de una “célula artificial”, Jacobs utilizó un colgajo de piel de rana como análogo del plasmalema. En el trabajo propuesto, se utiliza como modelo del plasmalema una película hecha de un material hidrofóbico (polímero). Esto se hizo no sólo por razones de humanidad: la película de polímero modela más claramente las propiedades fisicoquímicas de la bicapa lipídica del plasmalema.

Al ser una base débil, el amonio existe en soluciones acuosas en forma de NH3 y NH4+, cuya relación de concentración depende del pH del medio y para soluciones acuosas diluidas está determinada por la constante de disociación pKa, que a 25 °C es igual a 9.25:

donde y son las concentraciones de moléculas de amoníaco e iones de amonio, respectivamente.

Si sólo las moléculas de amoníaco descargadas pueden penetrar la membrana, entonces es fácil demostrar que las concentraciones de iones de amonio en diferentes lados de la membrana en equilibrio dependerán del pH de las soluciones en contacto con la membrana. Para demostrar el proceso de transporte de amoníaco a través de una membrana en la "célula artificial" de Jacobs, se utiliza su capacidad para cambiar el pH.

Objetivo de la obra. Obtenga "células artificiales" utilizando los métodos de Traube y Jacobs y observe el fenómeno de la ósmosis: el movimiento del agua a través de una membrana semipermeable a lo largo de un gradiente de potencial osmótico.

Materiales y equipos: soluciones 1,0 N de sal de sangre amarilla, sulfato de cobre, cloruro de amonio, hidróxido de sodio y ácido clorhídrico, solución acuosa de alcohol al 1% de rojo neutro, papel indicador universal, fragmentos de tubos de vidrio derretidos en el extremo, película de polímero, hilos. , tubos de ensayo , 3 vasos de 150 a 200 ml de capacidad, cronómetro.

1. Preparación de la “célula artificial” de Traube. Por dilución, preparar una solución 1,0 N de sal de sangre amarilla (K4Fe(CN)6), soluciones 0,5 N y 1,N de sulfato de cobre (CuSO45 H2O). Toma dos tubos de ensayo. Vierta 0,5 N en uno y solución 1,0 N de sulfato de cobre en el otro. Pipetee con cuidado a lo largo de la pared de los tubos de ensayo en cada solución 1,0 N de sal de sangre amarilla. En la superficie de contacto de soluciones de sulfato de cobre y sal de sangre amarilla, se forma una membrana de sulfuro de hierro y cobre:

Un precipitado amorfo de hierro-sínóxido de cobre tiene propiedades osmóticas casi ideales, por lo que cuando el potencial químico de las moléculas de H2O difiere, se debe observar un flujo de agua, lo que conduce a un cambio en el volumen de la "célula artificial". Cabe señalar que la membrana hecha de cobre y sulfuro de hierro tiene una elasticidad débil. Por tanto, cuando aumenta el volumen de la “célula artificial”, la membrana se rompe.

Ejercicio. Monitorear el comportamiento de “células artificiales” en soluciones de sulfato de cobre 0,5 N y 1,0 N. Dibuja "células artificiales"

y describir la dinámica de los cambios en su forma.

2. Obtención de una “célula de Jacobs artificial”. Por dilución, preparar 200 ml de solución de cloruro de amonio 0,5 N y 100 ml de hidróxido de sodio 0,5 N. Vierta la solución de hidróxido de sodio en un vaso, divida la solución de cloruro de amonio en dos partes iguales y viértalas en vasos con una capacidad de 150 a 200 ml. Utilizando papel indicador y soluciones 1,0 N de ácido clorhídrico e hidróxido de sodio, ajuste la acidez de la solución en el primer vaso a pH 9,0 y en el segundo a pH 7,0.

Tome 3 fragmentos de tubos de vidrio. Coloque un trozo de película de polímero en el extremo derretido de cada uno y átelos con cuidado con hilo. Añadir 5-10 gotas de solución roja neutra a 50 ml de agua y acidificar ligeramente el medio con 1-2 gotas de ácido clorhídrico.

Rellenar las “células de Jacobs artificiales” (fragmentos de tubos de vidrio con membranas) con la solución indicadora indicada. Coloque las "células de Jacobs artificiales" en vasos que contengan soluciones de hidróxido de sodio y cloruro de amonio para que estos medios estén en contacto con la membrana polimérica.

El amoníaco puede difundirse a través de la fase hidrofóbica de la membrana polimérica. Y como su concentración dentro de la “célula artificial” es insignificante, las moléculas de NH3 se transfieren de la solución a la “célula” y provocan la alcalinización del contenido del tubo de vidrio, lo que se nota por la desaparición del color rojo carmesí del Contenidos “intracelulares”.

Ejercicio. Determine el tiempo necesario para que desaparezca el color rojo del indicador en cada variante del experimento.

1. ¿Por qué aumenta la concentración de sal cerca de la superficie de la “celda artificial” en una solución 0,5 N de sulfato de cobre?

2. ¿Por qué una “celda artificial” se hincha en una solución de sulfato de cobre de 0,5 N, pero en una solución de 1,0 N su superficie es estable?

3. ¿De qué factores depende el grado de disociación de ácidos y bases débiles?

4. ¿Por qué al colocar una “celda artificial” en una solución de hidróxido de sodio desaparece el color rojo neutro?

5. ¿Por qué, al colocar una "célula artificial" en una solución neutra de cloruro de amonio, se produce un cambio en el pH del contenido "intracelular" a valores débilmente básicos?

6. ¿Qué es la ósmosis?

7. ¿Qué soluciones se llaman hipo, iso e hipertónicas?

FENÓMENO DE PLASMOLISIS Y DEPLASMOLISIS

CÉLULA VEGETAL

Notas introductorias. El proceso por el que el agua sale de una célula vegetal y entra en ella a través de una membrana semipermeable se puede rastrear observando los fenómenos de plasmólisis y desplasmólisis. Cuando una célula se coloca en una solución hipertónica en relación con la savia celular, se produce la plasmólisis: la separación del protoplasto de la pared celular debido a una disminución de su volumen debido a la liberación de agua de la célula a la solución externa. . Durante la plasmólisis, la forma del protoplasto cambia. Inicialmente, el protoplasto queda detrás de la pared celular solo en algunos lugares, con mayor frecuencia en las esquinas. La plasmólisis de esta forma se llama angular. A medida que aumenta la duración de la incubación de una célula vegetal en una solución hipertónica, se observa la siguiente forma de plasmólisis: plasmólisis cóncava. Se caracteriza por la preservación de los contactos entre el protoplasto y la pared celular en lugares separados, entre los cuales las superficies separadas del protoplasto adquieren una forma cóncava. Poco a poco, el protoplasto se desprende de las paredes celulares por toda la superficie y adquiere una forma redondeada. Este tipo de plasmólisis se llama plasmólisis convexa.

Después de reemplazar la solución externa con agua limpia, esta última comienza a fluir hacia la celda. El volumen del protoplasto aumenta y se produce deplasmólisis. Una vez finalizado, el protoplasto vuelve a llenar todo el volumen de la célula.

Objetivo de la obra. Demostrar, basándose en los fenómenos de plasmólisis y desplasmólisis, que una célula vegetal es un sistema osmótico.

Materiales y equipo: microscopio, portaobjetos y cubreobjetos, navaja de afeitar de seguridad, aguja de disección, pinzas, solución de sacarosa 1 M, papel de filtro, bulbo de cebolla.

Desde el lado convexo de la superficie de las escamas de la cebolla, cuyas células están pintadas de color púrpura debido a la presencia de antocianinas en las vacuolas, la epidermis se retira con una aguja de disección, se coloca en una gota de agua sobre un portaobjetos de vidrio y se cubre con una tapa. con un cubreobjetos y examinado al microscopio. Luego reemplace el agua con una solución de sacarosa 1 M. Para ello, aplique una gota grande de solución en un portaobjetos de vidrio al lado del cubreobjetos y succione el agua con un trozo de papel de filtro, colocándolo en el otro lado del cubreobjetos. Repita esta técnica 2-3 veces hasta que el agua se reemplace por completo con la solución. La preparación se examina bajo un microscopio. Se detecta un retraso gradual del protoplasto con respecto a las paredes celulares, primero en las esquinas y luego a lo largo de toda la superficie de las paredes. Finalmente, el protoplasto se separa completamente de la pared celular y adquiere una forma redondeada.

Luego, utilizando el método descrito anteriormente, reemplace la solución de sacarosa 1 M con agua. El agua ingresa a la célula, lo que provoca un aumento en el volumen del protoplasto, que gradualmente toma su posición anterior. La celda vuelve a su estado original.

Ejercicio. Dibuje las formas observadas de plasmólisis, así como las etapas de desplasmólisis. Formular conclusiones.

1. ¿Qué características estructurales de una célula vegetal le confieren las propiedades de un sistema osmótico?

2. ¿Qué es la plasmólisis? Describir las principales formas de plasmólisis.

3. ¿Qué es la deplasmólisis? ¿En qué condiciones se observa?

DETERMINACIÓN DE LA PRESIÓN OSMÓTICA

JUGO CELULAR PLASMOLITICO

POR MÉTODO

Notas introductorias. Cuando dos soluciones que contienen diferentes cantidades de sustancias disueltas entran en contacto, debido al movimiento térmico inherente de las moléculas, se produce una difusión mutua, lo que conduce a la igualación de la concentración de sustancias disueltas en todo el volumen, lo que equivale a la situación de mezclar líquidos. Si estas soluciones están separadas por una membrana semipermeable que retiene moléculas de sustancias disueltas, entonces solo las moléculas de disolvente (agua) pasarán a través del límite de contacto de las soluciones. Además, se produce un flujo de agua unidireccional a través de la membrana (ósmosis). La presión que se debe aplicar a una de las soluciones del sistema para evitar que el disolvente entre en ella se llama presión osmótica. La presión osmótica de una solución es directamente proporcional a su concentración y temperatura absoluta. Van't Hoff estableció que la presión osmótica de soluciones diluidas obedece a las leyes de los gases y se puede calcular mediante la fórmula:

donde R es la constante de los gases (0,0821); Т – temperatura absoluta (273 оС + t оС) de la solución; C es la concentración de la sustancia disuelta en moles; i – coeficiente isotónico.

El valor del coeficiente isotónico está determinado por las características de los procesos de disolución de la sustancia. Para los no electrolitos (por ejemplo, para la sacarosa), i es igual a 1. Para las soluciones de electrolitos, el valor de i depende del número de iones en los que se descompone la molécula y del grado de disociación. Los valores de i para soluciones de NaCl se dan en la tabla.

Valores del coeficiente isotónico de las soluciones de cloruro de sodio Concentración de NaCl Valor i El valor de la presión osmótica de la savia celular expresa la capacidad de una célula vegetal para "absorber" agua e indica la posibilidad de crecimiento de las plantas en suelos de diferentes niveles de agua. fuerza de sujeción. Al mismo tiempo, un aumento de la presión osmótica de la savia celular durante la sequía es un criterio para la deshidratación de las plantas y la necesidad de riego.

El método plasmolítico para determinar la presión osmótica del contenido celular se basa en el hecho de que la presión osmótica de las soluciones, que determina el movimiento del agua a través de la membrana, puede ser creada por diversas sustancias (osmolíticos). Por lo tanto, para determinar la presión osmótica de la savia celular, no es necesario conocer su composición cualitativa y la concentración de sustancias individuales, pero se debe encontrar la concentración de una sustancia en la solución externa a la que no habrá movimiento de agua a través del plasmalema. en ausencia de turgencia y plasmólisis. Para ello, se sumergen secciones del tejido en estudio en una serie de soluciones de concentraciones conocidas y luego se examinan bajo un microscopio. Partiendo del hecho de que solo las soluciones hipertónicas pueden causar plasmólisis, se encuentra la más débil de ellas, en la que solo se detecta plasmólisis inicial en células individuales. La siguiente solución más diluida no plasmolizará las células.

En consecuencia, la concentración de una solución isotónica para estas células será igual (con cierto grado de error) a la media aritmética entre las concentraciones de las soluciones vecinas.

Por conveniencia, el trabajo se realiza con tejidos cuyas células contienen antocianinas en la savia celular: la epidermis de las escamas de la cebolla azul, la epidermis inferior de una hoja de tradescantia. Como plasmolítico se utilizan soluciones de sacarosa o NaCl.

Materiales y equipos: microscopio, portaobjetos y cubreobjetos, navaja de afeitar de seguridad, aguja de disección, soluciones de NaCl 1 M y sacarosa 1 M, hojas de tradescantia o bulbos de cebolla azul.

Utilizando una solución de sacarosa o NaCl 1 M, prepárela diluyendo 5 ml de soluciones según la tabla.

Después de mezclar bien las soluciones, viértalas en botellas de vidrio o crisoles, donde coloque 2 o 3 secciones del tejido que se está analizando durante 30 minutos.

En este caso, es necesario asegurarse de que las secciones no floten en la superficie, sino que queden sumergidas en el líquido (si la sección flota, conviene "ahogarla" con una aguja de disección). Cubra las botellas con tapas o portaobjetos de vidrio para evitar la evaporación.

Una vez transcurrido el tiempo de incubación especificado, examine las secciones al microscopio en una gota de la solución adecuada (¡no en agua!) en la misma secuencia en la que fueron sumergidas en las soluciones. La varilla o pipeta de vidrio con la que se aplicó la solución a los portaobjetos de vidrio debe enjuagarse bien con agua destilada después de cada solución y limpiarse con una servilleta o papel de filtro.

Ejercicio. Determinar la presencia de plasmólisis y su grado en el tejido en estudio. El grado de plasmólisis se expresa mediante los conceptos: "fuerte", "débil", "inicial", "falta de plasmólisis". Ingrese los resultados en la tabla.

Grado de plasmólisis Concentración isotónica, M Presión osmótica de la savia celular en atm y kPa Establecer la concentración isotónica de cloruro de sodio, es decir, el contenido de NaCl que crea una presión osmótica similar a la savia celular en el tejido en estudio. Calcule la presión osmótica usando la ecuación (1). Utilizando el coeficiente 101,3, calcule la presión osmótica en kPa.

1. ¿Qué es la presión osmótica?

2. ¿Cómo se calcula la presión osmótica?

3. ¿De qué depende el valor del coeficiente isotónico?

4. ¿El criterio para qué proceso es un aumento de la presión osmótica de la savia celular?

2. PROPIEDADES DE LAS MEMBRANAS CELULARES

La propiedad más importante de las membranas celulares es la permeabilidad selectiva. La membrana citoplasmática externa, que separa la célula del medio ambiente, controla el transporte de sustancias entre la célula y el espacio libre. Las membranas intracelulares, debido a su permeabilidad selectiva inherente, proporcionan una función de compartimentación que permite a la célula y los orgánulos retener las enzimas y metabolitos necesarios en pequeños volúmenes, crear un microambiente fisicoquímico heterogéneo y llevar a cabo diversas reacciones bioquímicas, a veces con direcciones opuestas, en diferentes lados de la membrana.

La permeabilidad de las membranas celulares a diversas sustancias puede ser un criterio de viabilidad celular. La permeabilidad selectiva de la membrana se mantiene mientras la célula permanezca viva.

ESTUDIO DE LA PERMEABILIDAD SELECTIVA

PLASMALEMAS DE CÉLULAS VEGETALES

Notas introductorias. La permeabilidad de la membrana plasmática a diversas sustancias se puede comparar basándose en observaciones simples que caracterizan la duración de la plasmólisis en células vegetales ubicadas en soluciones hipertónicas de las sustancias en estudio. En el caso de una permeabilidad suficientemente baja del plasmalema para una sustancia disuelta o una ausencia total de la capacidad de sus moléculas para difundirse libremente en la célula vegetal, se producirá una plasmólisis persistente, en la que las células plasmolizadas pueden permanecer en un estado sin cambios durante un largo tiempo. Sin embargo, si las moléculas de la sustancia disuelta atraviesan la membrana, pero más lentamente que las moléculas de agua, entonces la plasmólisis que comienza es temporal y pronto desaparece. Como resultado de la penetración gradual del soluto en la célula, se observará un flujo de agua desde la solución externa a lo largo del gradiente de concentración, lo que finalmente hará que la célula pase a un estado desplasmolizado.

Objetivo de la obra. Comparar la permeabilidad de las membranas celulares a diversas sustancias basándose en la observación de la plasmólisis persistente y temporal.

Materiales y equipo: microscopio, portaobjetos y cubreobjetos, navaja de afeitar de seguridad, aguja de disección, pinzas, solución de sacarosa 1 M, solución de urea 1 M, solución de glicerina 1 M, papel de filtro, bulbo de cebolla.

Se aplica una gota de solución a tres estelas de objetos: en una, una solución de sacarosa 1 M, en la otra, una solución de urea 1 M, en la tercera, una solución de glicerol 1 M. En cada gota se coloca un fragmento de la epidermis coloreada de la cebolla, se cubre con cubreobjetos y se examina al microscopio. Encuentre áreas en las que las células plasmolizadas sean claramente visibles. Se anota el momento del inicio de la plasmólisis: el comienzo de la observación. Deje las preparaciones durante 10 a 30 minutos y luego examínelas nuevamente con un microscopio. En una solución de sacarosa, se observa plasmólisis persistente, y en soluciones de urea y glicerol, temporal. El motivo de la deplasmólisis en las dos últimas soluciones es la permeabilidad de la membrana plasmática a las moléculas de urea y glicerol.

Ejercicio. Realizar un estudio de las características de la plasmólisis de células vegetales en soluciones de diversas sustancias. Registre los resultados de las observaciones en la tabla, anotando el grado de plasmólisis cada 10 minutos después del inicio de las observaciones. Con base en el análisis de los resultados experimentales, identificar diferencias en la duración de la conservación del estado plasmolizado causado por varios osmolíticos y sacar una conclusión sobre la permeabilidad relativa del plasmalema para las sustancias en estudio.

Nota sobre el soluto: +++ – plasmólisis fuerte, ++ – plasmólisis moderada, + – plasmólisis débil.

1. ¿Qué es la permeabilidad selectiva de las membranas celulares?

2. ¿Qué sustancias penetran más fácilmente en las membranas celulares?

3. ¿Cómo se puede utilizar la propiedad de la permeabilidad selectiva para determinar la viabilidad de una célula vegetal?

ESTUDIO DE LA DIFUSIÓN DEL NEUTRO

ROJO A TRAVÉS DEL PLASMALEMA

CÉLULA VEGETAL

Notas introductorias. La membrana plasmática aísla el contenido intracelular del ambiente externo. El intercambio de sustancias entre el contenido intracelular y el entorno que rodea a la célula se produce mediante su transporte a través de la membrana. La bicapa lipídica es una barrera al movimiento de sustancias. La mayoría de las sustancias exógenas fisiológicamente importantes ingresan a la célula como resultado del funcionamiento de los sistemas de transporte pasivo y activo en el plasmalema. Sin embargo, también es posible una simple difusión pasiva a través de la bicapa lipídica, que es una fase hidrófoba.

Los patrones básicos de difusión de sustancias a través de la bicapa lipídica se establecieron a finales del siglo XIX y principios del XX, es decir, durante un período en el que las biomembranas seguían siendo sólo estructuras hipotéticas de la célula. Precisamente el hecho de que las sustancias hidrófobas penetran mejor en el interior de la célula que las hidrófilas fue la base para la suposición de los investigadores sobre la presencia de lípidos en la membrana.

El proceso de difusión de sustancias a través de una membrana obedece a la primera ley de Fick, cuya expresión matemática, aplicada a una membrana, se describe mediante la fórmula:

donde Pi es el coeficiente de permeabilidad de la membrana para la sustancia i; CiII y CiI son las concentraciones de sustancia i en ambos lados de la membrana.

Los ácidos y bases débiles se caracterizan por el hecho de que el grado de ionización de sus moléculas en soluciones diluidas depende del pH (ver Trabajo de laboratorio 1, fórmula (2)). Esto significa que el grado de disociación de las moléculas de electrolitos débiles en el rango de valores de pH numéricamente iguales a pKa es del 50%. Cuando el pH disminuye en uno, más del 90% de las moléculas de base débil se ionizarán, y cuando el pH aumenta en la misma cantidad, se ionizarán menos del 10%.

Ya en la primera mitad del siglo XX se demostró que moléculas eléctricamente neutras y no ionizadas de electrolitos débiles penetran bastante bien a través de la membrana plasmática hasta las células vegetales, mientras que la membrana resulta prácticamente impenetrable para los iones correspondientes. Por ejemplo, los coeficientes de permeabilidad del plasmalema para el amoníaco y el ion amonio difieren en más de 100 veces. Por tanto, los valores de pH cambian sólo entre 1 y 2 unidades. conduce a un cambio de más de 10 veces en la concentración de las formas de moléculas de sustancias transportadas a través de la membrana.

Entre los electrolitos débiles, los indicadores ácido-base son de particular interés, ya que las moléculas de estas sustancias se caracterizan por un cambio en sus propiedades ópticas durante la ionización. Además, debido al color característico de las soluciones de estos compuestos, es bastante fácil determinar colorimétricamente su contenido. El rojo neutro (NR) es una base débil. Las moléculas de NA ionizadas (a pH 6,8 e inferior) colorean las soluciones con un intenso color carmesí. A medida que el pH aumenta de 6,8 a 8,0, se produce un cambio gradual de color a amarillo pálido debido a una disminución en el grado de disociación de las moléculas de NA. En soluciones alcalinas predominan las moléculas de NA eléctricamente no infectadas, que se transportan bien a través de la bicapa lipídica de la membrana plasmática, y en soluciones ácidas predominan los iones de NA, que son débilmente permeables a la membrana.

Las moléculas de NA que ingresan a la célula a través del plasmalema pueden difundirse a través de otras membranas celulares; sin embargo, al penetrar dentro de la vacuola (el compartimento ácido de una célula vegetal), las moléculas de NA se ionizan, coloreando el contenido de la vacuola de color carmesí. En este caso, los iones NK resultan estar “cerrados” en el espacio de la vacuola, es decir, tienden a acumularse.

Objetivo de la obra. Estudiar los patrones de difusión del rojo neutro a través del plasmalema de una célula vegetal.Materiales y equipamiento: tijeras, solución hidroalcohólica de rojo neutro, soluciones decinormales de hidróxido de sodio y ácido clorhídrico, papel indicador universal, placas de Petri, microscopio, cronómetro. , Cultivo del alga Nitella flexilis.

Añadir 5 gotas de solución de rojo neutro a 100 ml de agua.

Vierta esta solución en partes iguales en 4 placas de Petri. Controlando la acidez del contenido de las cajas de Petri con papel indicador universal utilizando soluciones de HCl y NaOH, llevar la acidez en la primera caja de Petri a pH 9,0, en la segunda a pH 8,0, en la tercera a pH 7,0, en la cuarta a pH 5,0. Etiqueta las placas de Petri.

Con unas tijeras, retire con cuidado entre 8 y 12 entrenudos de algas del talo de Nitella flexilis. Al examinar los entrenudos bajo un microscopio, asegúrese de que las células preparadas sean nativas: las células vivas y no dañadas retienen filas continuas de cloroplastos ubicadas paralelas a la línea de luz; además, se observa un intenso movimiento del citoplasma: ciclosis.

Coloque 2-3 células de entrenudos de algas en placas de Petri.

Pon en marcha el cronómetro.

Ejercicio. Determine el tiempo necesario para teñir las células de algas en cada experimento. Para ello, transcurridos 5 minutos, se comparan las células de los entrenudos de las algas de cada una de las variantes por intensidad de color. Repetir la operación a los 10, 20, 30 minutos. Registre los resultados de la observación en la tabla. Saque conclusiones sobre las formas de bases débiles que se difunden a través de la membrana.

Valor de pH del medio Nota: +++ – color intenso, ++ – color medio, + – color débil, – sin color.

1. ¿De qué factores depende el grado de disociación de ácidos y bases débiles?

2. ¿Por qué las biomembranas son más permeables a las formas no disociadas de electrolitos débiles?

3. ¿En qué condiciones se observa la acumulación de un electrolito débil en la celda?

CAMBIO EN LA PERMEABILIDAD DE TONOPLAST

Y PLASMALEMAS PARA LA BETACIANINA BAJO

ACCIÓN FÍSICA Y QUÍMICA

FACTORES

Notas introductorias. La permeabilidad selectiva de las membranas celulares cambia bajo la influencia de varios factores. La influencia de cualquier sustancia o condición sobre la permeabilidad de la membrana se puede determinar midiendo la liberación de varios metabolitos de la célula.

La betacianina, el pigmento de la remolacha, es una molécula relativamente grande y altamente soluble en agua que se encuentra en la savia celular.

Para ingresar al ambiente externo, la molécula de betacianina debe atravesar el tonoplasto, la matriz citoplasmática principal y el plasmalema. Los tonoplastos de las células vivas son impenetrables a las moléculas de este pigmento. La difusión de betacianina desde la vacuola al medio puede ocurrir con bastante rapidez bajo la acción de diversos factores o agentes que provocan un aumento de la permeabilidad de la membrana. Midiendo la densidad óptica del medio de incubación después de un cierto período de tiempo, es posible evaluar el grado de influencia de un factor particular sobre la permeabilidad de las membranas.

Objetivo de la obra. Determinar el efecto de la temperatura, así como de los ácidos y alcoholes, sobre la permeabilidad de las membranas celulares a la betacianina mediante su liberación a la solución externa.

Materiales y equipos: agua destilada, solución de ácido acético al 30%, solución de etanol al 50%, papel de filtro, tubos de ensayo, gradilla para tubos de ensayo, baño maría, espectrofotómetro o fotocolorímetro, remolacha.

Después de retirar el tejido tegumentario, la raíz de remolacha se corta en cubos (lado del cubo de 5 mm) y se lava bien con agua durante 5 a 10 minutos para eliminar el pigmento liberado de las células dañadas.

Luego se colocan uno por uno en cada uno de los 4 tubos, en los que se vierten 5 ml de diversos medios de acuerdo con el esquema experimental: agua destilada (2 tubos), soluciones de ácido acético y etanol.

El primer tubo de ensayo con agua destilada se deja en un soporte y el contenido del segundo se calienta en un baño de agua durante 2 a 3 minutos. Después de 30 minutos, se agitan vigorosamente todos los tubos de ensayo, se retiran los cubos de remolacha y se determina la intensidad del color de las soluciones con un fotocolorímetro con filtro de luz verde o un espectrofotómetro = 535 nm.

Densidad óptica de la solución, Intensidad del color, Opción experimental Asignación. Haz tu investigación. Ingrese los resultados de las mediciones de densidad óptica en la tabla. Identificar diferencias en la permeabilidad del tonoplasto y plasmalema a la betacianina en células de raíz de remolacha expuestas a diversos factores y sacar una conclusión sobre las razones de estas diferencias.

1. ¿Cuál es la importancia de la permeabilidad selectiva de las membranas celulares?

2. ¿De qué depende la permeabilidad selectiva de las membranas de las células vegetales?

3. PROPIEDADES DEL CITOPLASMA

El volumen principal de citoplasma que llena el espacio entre los orgánulos celulares se llama citosol. La proporción de agua en el citosol es aproximadamente del 90%. Casi todas las biomoléculas principales están contenidas en forma disuelta en el citosol. Las verdaderas soluciones forman iones y pequeñas moléculas (sales de metales alcalinos y alcalinotérreos, azúcares, aminoácidos, ácidos grasos, nucleótidos y gases disueltos). Las moléculas grandes, como las proteínas, forman soluciones coloidales. Una solución coloidal puede ser un sol (no viscoso) o un gel (viscoso). La intensidad de la mayoría de los procesos intracelulares depende de la viscosidad del citosol.

La propiedad más importante del citoplasma es su movimiento activo.

Este es un rasgo característico de una célula vegetal viva, un indicador de la actividad de sus procesos vitales. El movimiento del citoplasma asegura el transporte intracelular e intercelular de sustancias, el movimiento de orgánulos dentro de la célula y juega un papel importante en las reacciones de irritabilidad. En su implementación participan elementos del citoesqueleto (microfilamentos y microtúbulos). La fuente de energía para este movimiento es el ATP. El movimiento citoplasmático (ciclosis) es uno de los indicadores más sensibles de la viabilidad celular. Muchas influencias, incluso menores, lo detienen o, por el contrario, lo aceleran.

INFLUENCIA DE LOS IONES DE POTASIO Y CALCIO SOBRE

VISCOSIDAD DEL CITOPLASMA DE CÉLULAS VEGETALES

Notas introductorias. Los cationes individuales pueden cambiar significativamente la viscosidad del citoplasma. Se ha establecido que los iones de potasio contribuyen a un aumento de su contenido de agua y a una disminución de su viscosidad. La menor viscosidad del citoplasma favorece el curso de los procesos sintéticos y el transporte intracelular de sustancias, pero reduce la resistencia de las células vegetales a condiciones externas desfavorables. A diferencia del potasio, el calcio aumenta la viscosidad del citoplasma. A mayor viscosidad del citosol, los procesos fisiológicos ocurren más lentamente, lo que aumenta la resistencia de la célula a condiciones ambientales desfavorables.

Los cambios en la viscosidad del citoplasma bajo la influencia de los iones de potasio y calcio se pueden juzgar por la forma de plasmólisis en las células en soluciones hipertónicas de sus sales. Cuando las células vegetales se incuban durante mucho tiempo en soluciones que contienen iones de potasio, se observa plasmólisis de la capa. En este caso, los iones de potasio pasan a través del plasmalema hacia el citoplasma, pero penetran lentamente a través del tonoplasto hacia la vacuola. Como resultado de la hinchazón del citoplasma, el protoplasto adquiere una forma convexa, separándose solo de las secciones transversales de las paredes celulares, a partir de las cuales se observa la formación de las llamadas "tapas". El aumento de la viscosidad citoplasmática causado por el calcio es fácil de detectar observando el cambio en la forma del protoplasto plasmolizante: si el plasmolítico contiene calcio, la plasmólisis cóncava a menudo se convierte en una forma convulsiva.

Objetivo de la obra. Estudiar la naturaleza de la influencia de los iones de potasio y calcio sobre la viscosidad del citoplasma de una célula vegetal basándose en observaciones de cap y plasmólisis convulsiva.

Materiales y equipo: microscopio, portaobjetos y cubreobjetos, navaja de afeitar de seguridad, aguja de disección, pinzas, solución de KNO3 1 M, solución de Ca(NO3)2 1 M, papel de filtro, bulbo de cebolla.

Se coloca una gota de solución de nitrato de potasio 1 M en un portaobjetos de vidrio y una solución de nitrato de calcio 1 M en el otro. Un trozo de epidermis de cebolla, extraído de la superficie cóncava de la misma escama de cebolla, se coloca en ambas gotas y se cubre con cubreobjetos. Después de 30 minutos, las preparaciones se examinan al microscopio en las soluciones en las que se encontraban. Se observa el fenómeno de la plasmólisis. En algunas células epidérmicas mantenidas en una solución de KNO3, el citoplasma forma "tapas" en el lado de las paredes celulares transversales, cuya aparición se debe a un aumento en la hidratación del citosol bajo la influencia de los iones de potasio. Los iones de calcio, por el contrario, aumentan la viscosidad del citoplasma, aumentan sus fuerzas de adhesión a la pared celular y el protoplasto adquiere formas irregulares características de la plasmólisis convulsiva.

Ejercicio. Dibuja las formas observadas de plasmólisis. Revelar la dependencia de la forma de plasmólisis de la viscosidad del citoplasma en presencia de iones de potasio y calcio.

1. ¿Cómo afectan los iones de potasio y calcio a la viscosidad del citoplasma?

2. ¿En qué condiciones se observa la plasmólisis convulsiva?

3. ¿Qué causa la formación de “tapas” como resultado de la incubación de células en una solución de KNO3?

OBSERVACIÓN DEL MOVIMIENTO DEL CITOPLASMA

CÉLULAS VEGETALES Y MEDICIÓN DE SUS

VELOCIDAD

Notas introductorias. Las más convenientes para observar el movimiento del citoplasma son las células vegetales grandes con grandes vacuolas (células de entrenudos de algas carofitas, algas verdes sifón marinas, células de hojas de plantas acuáticas Elodea, Vallisneria, etc.). Hay varios tipos de movimiento citoplasmático. El más común es el movimiento oscilatorio. Se considera el menos ordenado, ya que en este caso algunas partículas están en reposo, otras se deslizan hacia la periferia y otras hacia el centro de la célula. El movimiento es inestable y aleatorio. El movimiento circulatorio es característico de las células que tienen cordones citoplasmáticos que cruzan la vacuola central. La dirección y velocidad del movimiento de las partículas ubicadas dentro o en la superficie de la capa citoplasmática, así como en las capas citoplasmáticas, no son constantes. Durante el movimiento de rotación, el citoplasma se mueve solo en la periferia de la célula y se mueve como una correa de transmisión. El movimiento de este tipo, a diferencia de la circulación, tiene un carácter más o menos constante y ordenado y, por tanto, es conveniente para el estudio cuantitativo. Además de los anteriores, también existen movimientos citoplasmáticos, como los movimientos de chorro y de lanzadera. Los tipos de movimiento se diferencian entre sí condicionalmente y en una misma celda pueden pasar de uno a otro.

El movimiento del citoplasma se puede caracterizar determinando su velocidad, que depende no sólo de la fuerza impulsora, sino también de la viscosidad del citoplasma. La velocidad de movimiento del citoplasma se puede medir con un microscopio observando el movimiento de sus partículas.

Objetivo de la obra. Familiarícese con el tipo de rotación del movimiento citoplasmático y mida su velocidad en diferentes objetos vegetales.

Materiales y equipos: microscopio, portaobjetos y cubreobjetos, navaja de afeitar de seguridad, aguja de disección, solución de agua de estanque artificial, hoja de Vallisneria, células internodales de nitella.

Se corta un pequeño trozo de la lámina de la hoja de Vallisneria con una navaja afilada, tratando de dañar la hoja lo menos posible, se coloca en una gota de agua sobre un portaobjetos de vidrio y se examina al microscopio, primero a baja temperatura, luego a gran aumento. No se recomienda hacer secciones de la hoja, ya que las células sufren graves daños y se detiene el movimiento en ellas. El movimiento del citoplasma se puede observar fácilmente mediante el movimiento de todos los cloroplastos en una dirección a lo largo de la pared celular. Este movimiento se llama rotacional.

Para observar la ciclosis en las células de Nitella, las células preparadas previamente se colocan en cámaras especiales, que se llenan con una solución de agua de estanque artificial. Todas las algas carófitas también exhiben un tipo de movimiento citoplasmático de rotación, pero los cloroplastos de estas células están inmóviles. Adyacente directamente a la membrana de celulosa hay una capa densa e inmóvil de citoplasma, llamada ectoplasma. En esta capa, se fijan cromatóforos, que forman una capa de filas longitudinales regulares muy adyacentes. Entre la vacuola y la capa de ectoplasma hay una capa móvil líquida interna de citoplasma, el llamado endoplasma. Su intenso movimiento se puede observar mediante el movimiento de orgánulos más pequeños que los cloroplastos, pequeñas inclusiones incoloras suspendidas en el citoplasma.

Para determinar la velocidad de movimiento del citoplasma, utilice un cronómetro y una regla ocular colocada en el ocular del microscopio. Utilizando un cronómetro, se cuenta el tiempo durante el cual un cloroplasto u otra partícula en movimiento recorre la distancia entre dos divisiones seleccionadas de la regla ocular. Estas mediciones en la misma celda se realizan de 3 a 5 veces. Para calcular la velocidad de movimiento del citoplasma, se mide el valor de división de la regla ocular. Para ello, se coloca un micrómetro de objeto en la platina del microscopio, que se examina a través de un micrómetro ocular. Fije la lente seleccionada en las divisiones del micrómetro de objetos y cuente el número de divisiones del micrómetro de objetos. El precio de las divisiones de micrómetro ocular se calcula mediante la fórmula donde N es el precio de las divisiones de micrómetro ocular; 10 µm – precio de división micrométrica; b – el número de divisiones del micrómetro del ocular que caben en (a) divisiones del micrómetro del objeto.

La velocidad del movimiento de una partícula es la relación entre la distancia en micrómetros y el número de segundos durante los cuales una partícula en movimiento recorre esta distancia (μm/s).

Ejercicio. Determinar la velocidad del movimiento citoplasmático en las células de plantas acuáticas. Ingrese los resultados de la medición en la tabla. Haga dibujos esquemáticos de las células de los objetos considerados y use flechas para indicar la dirección del movimiento del citoplasma, compare la naturaleza y la velocidad de la ciclosis.

Objeto Tipo de movimiento Distancia Tiempo de viaje de la partícula, s Velocidad de ciclosis, 1. ¿Qué es el citosol?

2. ¿Cómo depende la forma de plasmólisis de la viscosidad del citoplasma de las células vegetales?

3. ¿Cuál es el significado biológico del movimiento del citoplasma?

4. ¿Cuáles son los principales tipos de movimiento citoplasmático?

5. ¿Qué determina la velocidad del movimiento citoplasmático?

De los autores………………………………………………………….

1. CÉLULA PLANTA COMO OSMÓTICA

SISTEMA………………………………………………………….

Trabajo de laboratorio Modelos de células vegetales……………………………………... Trabajo de laboratorio El fenómeno de la plasmólisis y desplasmólisis de una célula vegetal..……. Trabajo de laboratorio Determinación de la presión osmótica de la savia celular por el método plasmolítico…………………………………….………………. 2. PROPIEDADES DE LAS MEMBRANAS CELULARES…………..…………..

Trabajo de laboratorio Estudio de la permeabilidad selectiva del plasmalema de una célula vegetal…………………….……………………………….. Trabajo de laboratorio Estudio de la difusión del rojo neutro a través del plasmalema Trabajo de laboratorio Cambios en la permeabilidad del tonoplasto y plasmalema a la betacianina bajo la influencia fisico y factores químicos... 3. PROPIEDADES DEL CITOPLASMA………………………………... Trabajo de laboratorio La influencia de los iones de potasio y calcio en la viscosidad del citoplasma de una célula vegetal…………………………………… ..……………………. Trabajo de laboratorio Observar el movimiento del citoplasma de las células vegetales y medir su velocidad………………………………………………………….

FISIOLOGÍA DE CÉLULAS VEGETALES

Taller "Fisiología Vegetal"

para estudiantes de la Facultad de Biología Responsable del número A.P. Kudryashov Firmado para publicación el 31 de agosto de 2009. Formato 6084/16. Papel compensado.

Tipo de letra Times. Condicional horno l. 1.63. Educación académica. l. 1.62. Tirada 50 ejemplares. Zach.

Universidad Estatal de Bielorrusia 220030, Minsk, Avenida Independencia, 4.

Impreso a partir del diseño original del cliente mediante fotocopiadora de la Universidad Estatal de Bielorrusia.

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“FACULTAD DE BIOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD ESTATAL DE BIELORRUSIA Departamento de Botánica FUNDAMENTOS DE BOTÁNICA Directrices para las clases de laboratorio para estudiantes de 1er año a tiempo completo de las especialidades 1-31 01 02 Bioquímica; 1-31 01 03 Microbiología MINSK 2013 UDC 581.4 (077) BBK 28.56 r.ya73 O-75 Compilado por: T. A. Sautkina, V. D. Poliksenova, A. K. Khramtsov, V. N. Tikhomirov, M. A. Dzhus Recomendado por el Consejo de la Facultad de Biología de Bielorrusia Universidad Estatal el 27 de febrero de 2013…”

"FACULTAD DE BIOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD ESTATAL DE BIELORRUSIA Departamento de Fisiología Humana y Animal DESARROLLO DE VERTEBRADOS SUPERIORES: AVES Directrices para el curso Biología del desarrollo individual para estudiantes de la especialidad de la Facultad de Biología 1-31 01 01 Biología MINSK 2007 UDC 611.06 BBK 28.706 R 17 Autores y compiladores: G. T. Maslova, A. V. Sidorov Recomendado por el Consejo Académico de la Facultad de Biología 7 de diciembre de 2007, protocolo No. 5 Revisor: Candidato de Ciencias Biológicas, Profesor Asociado C...."

“Institución educativa presupuestaria estatal de educación profesional superior Universidad Médica Estatal de Irkutsk del Ministerio de Salud de la Federación de Rusia Sistema cardiovascular: características anatómicas y fisiológicas, métodos de investigación y semiótica de las principales lesiones Manual educativo y metodológico Irkutsk IGMU 2012 1 UDC BBK 57.319ya73 C 32 Recomendado por el Servicio Federal de Migración de la Facultad de Pediatría Institución Educativa Presupuestaria del Estado de Educación Profesional Superior IGMU del Ministerio de Salud de Rusia como... "SALUD Y DESARROLLO SOCIAL DE LA FEDERACIÓN DE RUSIA (GBOU HPE VOLGGMU DEL MINISTERIO DE SALUD Y DESARROLLO SOCIAL DE RUSIA) Lo apruebo _ jefe. Departamento de Fisiología Patológica, Doctor en Ciencias Médicas, Profesor L.N. Rogova DESARROLLO METODOLÓGICO para que los estudiantes realicen clases prácticas en la disciplina Fisiopatología, fisiopatología de cabeza y cuello en la especialidad...”

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"Universidad Médica Estatal de Donetsk. M. Gorky Departamento de Química Médica INSTRUCCIONES METODOLÓGICAS para clases prácticas de química medicinal para estudiantes de primer año de la facultad de medicina internacional. Donetsk - 2011 1 Instrucciones metodológicas elaboradas por: director. departamento, profesor asociado Rozhdestvensky E.Yu. Profesor asociado Sidun M.S., senior profesora Pavlenko V.I., asistentes de departamento Ignatieva V.V., Boytsova V.E., Busurina Z.A., Streletskaya L.P., Sidorenko L.M. Las directrices han sido aprobadas para...”

"UNIVERSIDAD MÉDICA ESTATAL DE IRKUTSK Departamento de Higiene Municipal e Higiene de Niños y Adolescentes REQUISITOS DE HIGIENE PARA EL CALZADO INFANTIL (manual educativo y metodológico para estudiantes de la facultad de pediatría) Irkutsk, 2010 Requisitos higiénicos para el calzado infantil: Manual educativo y metodológico / Pogorelova I.G ., Popov I.P., Makarova L.I. - Irkutsk: Editorial IGMU, 2010. El manual educativo fue elaborado bajo la dirección del director. Departamento del Profesor Ignatieva L.P. Personal del Departamento..."

“FACULTAD DE BIOLOGÍA DE LA UNIVERSIDAD ESTATAL DE BIELORRUSIA Departamento de Fisiología Humana y Animal DESARROLLO DE ANFIBIOS Directrices para el curso Biología del desarrollo individual para estudiantes de la especialidad de la Facultad de Biología 1-31 01 01 Biología MINSK 2007 UDC 611.06 BBK 28.706 R 17 Autores y compiladores: G. T. Maslova, A V. Sidorov Recomendado por el Consejo Académico de la Facultad de Biología 10 de abril de 2007, protocolo No. 7 Revisor: Candidato de Ciencias Biológicas, Profesor Asociado S. V. Glushen..."

“Proporcionar al proceso educativo otros recursos bibliotecarios e informativos y medios para apoyar el proceso educativo necesarios para la implementación de los programas educativos solicitados para la licencia Especialidad Autor, nombre, lugar de publicación, editorial, año Cantidad Número de copias publicadas para estudiantes que cursan la carrera disciplina Medicina General 060101 Obstetricia. para estudiantes de medicina universidades Savelyeva, Obstetricia 537 432 Shalina, Sichinava, Panina, Kurtser. - M.: GEOTAR-Media, 2009...”

“Sucursal de Pyatigorsk de la Institución Educativa Presupuestaria del Estado de Educación Profesional Superior Universidad Médica Estatal de Volgogrado del Ministerio de Salud de la Federación de Rusia DEPARTAMENTO DE QUÍMICA BIOLÓGICA Y MICROBIOLOGÍA, E.G. MICROBIOLOGÍA GENERAL DE DORKINA. PARTE 2 FISIOLOGÍA DE LOS MICROORGANISMOS Instrucciones metodológicas para el trabajo independiente (extracurricular) de estudiantes de 1er año (estudio a tiempo completo) en la disciplina C2.B.11 - MICROBIOLOGÍA Pyatigorsk 2013 1 UDC...”

"AGENCIA FEDERAL DE EDUCACIÓN INSTITUCIÓN EDUCATIVA ESTATAL DE EDUCACIÓN PROFESIONAL SUPERIOR UNIVERSIDAD ESTATAL DE VORONEZH A.T. Eprintsev, V.N. Popov, D.N. Fedorin IDENTIFICACIÓN Y ESTUDIO DE LA EXPRESIÓN GENÉTICA Manual educativo y metodológico para universidades Centro de Edición e Impresión de la Universidad Estatal de Voronezh 2008 Aprobado por el consejo científico y metodológico de la Facultad de Biología y Ciencias del Suelo el 14 de febrero de 2008, protocolo No. Revisor Doctor en Biología ...”

"INSTITUCIÓN EDUCATIVA ESTATAL DE EDUCACIÓN PROFESIONAL SUPERIOR UNIVERSIDAD MÉDICA ESTATAL DE KURSK MINISTERIO DE SALUD DE LA FEDERACIÓN DE RUSIA FACULTAD DE FARMACIA DEPARTAMENTO DE QUÍMICA BIOLÓGICA MANUAL PARA LA PREPARACIÓN DE S AMOP EN QUÍMICA BIOLÓGICA PARA ESTUDIANTES DE LA FACULTAD DE FARMACÉUTICA, DEPARTAMENTO DE CORRESPONDENCIA KURSK - 20 05 UDC: 54 :57 (072) BBK: 24:28 Y7 Publicado por decisión del consejo editorial y editorial de KSMU Un manual para el autoestudio en química biológica...”

"INSTITUCIÓN EDUCATIVA DEL PRESUPUESTO ESTATAL DE EDUCACIÓN PROFESIONAL SUPERIOR UNIVERSIDAD MÉDICA ESTATAL DE VOLGOGRADO DEL MINISTERIO DE SALUD Y POLÍTICA SOCIAL DE LA FEDERACIÓN DE RUSIA (GBOU VPO VOLGGMU MINISTERIO DE SALUD Y POLÍTICA SOCIAL DE LA FEDERACIÓN DE RUSIA ZVITIYA RUSIA) Apruebo el director. Departamento de Fisiología Patológica, Doctor en Ciencias Médicas, Profesor L. N. Rogova DESARROLLO METODOLÓGICO para que los estudiantes realicen clases prácticas en la disciplina Fisiopatología, fisiopatología de cabeza y cuello en la especialidad...”

“1 2 N. I. Fedyukovich ANATOMÍA Y FISIOLOGÍA HUMANA Aprobado por el Ministerio de Educación de la Federación de Rusia como libro de texto para estudiantes de facultades de medicina que cursan la especialidad 0406 Enfermería Segunda edición Rostov-on-Don Phoenix 2003 BBK 28.8ya723 F32 3 Fedyukovich N. I F 32 Anatomía y fisiología humana: libro de texto. Ed. 2do. - Rostov s/f: editorial: Phoenix, 2003. - 416 p. El libro de texto cubre cuestiones de anatomía y fisiología humana normal, teniendo en cuenta...”

SECCIÓN 2

EJERCICIOS DE LABORATORIO

Trabajo de laboratorio No. 1

Comparación de la permeabilidad de la membrana de células vivas y muertas.

Ejercicio: identificar diferencias en la permeabilidad de la membrana de células vivas y muertas y sacar conclusiones sobre las razones de estas diferencias.

Materiales y equipamiento: tubos de ensayo, gradilla para tubos de ensayo, bisturí, lámpara de alcohol o mechero de gas, solución de ácido acético al 30%, remolacha.

Procedimiento de operación

1. Después de retirar el tejido tegumentario, la raíz de remolacha se corta en cubos (lado del cubo de 5 mm) y se lava bien con agua para eliminar el pigmento liberado de las células dañadas.

2. Coloque un trozo de remolacha en tres tubos de ensayo. Se vierten 5 ml de agua en el primero y el segundo, en el tercero se vierten 5 ml de una solución de ácido acético al 30%. El primer tubo de ensayo se deja para control. El contenido del segundo se hierve durante 2-3 minutos.

3. Las vacuolas de las células de la raíz de remolacha contienen betacianina, un pigmento que da color al tejido de la raíz. Los tonoplastos de las células vivas son impenetrables a las moléculas de este pigmento. Después de la muerte celular, el tonoplasto pierde su propiedad semipermeable, se vuelve permeable, las moléculas de pigmento abandonan las células y colorean el agua.

En el segundo y tercer tubo de ensayo, donde las células fueron destruidas mediante ebullición o ácido, el agua se colorea, pero en el primer tubo de ensayo permanece incolora.

4. Escribe los resultados de tus observaciones.

Trabajo de laboratorio No. 2

Turgor, plasmólisis y desplasmólisis.

Ejercicio: estudiar bajo el microscopio los fenómenos de turgencia, plasmólisis y desplasmólisis en las células epidérmicas de la cebolla azul.

Materiales y equipamiento: microscopios, equipo de disección, lámparas de alcohol, cebollas azules, raíces de remolacha, solución de azúcar al 30%, solución de nitrato de potasio al 5-8%.

Procedimiento de operación

1. Haga una sección plana de la epidermis de una cebolla azul y colóquela en un portaobjetos de vidrio en una gota de agua.

2. Cubrir la gota con un cubreobjetos y observar las células en estado de turgencia a través del microscopio.

3. Tome una gota de solución de azúcar al 30% y colóquela junto al cubreobjetos.

4. Tocando el extremo opuesto del cubreobjetos con el papel de filtro, reemplace el agua de la preparación con una solución de azúcar.

5. Observar nuevamente bajo el microscopio. Si aún no se nota la plasmólisis, repita reemplazando el agua con una solución de azúcar.

Bajo un microscopio, la plasmólisis en células epidérmicas vivas será claramente visible.

6. Realice el experimento en orden inverso, es decir, devuelva el agua nuevamente y observe el fenómeno de la deplasmólisis.

7. Dibujar células en estado de turgencia, plasmólisis y desplasmólisis.

8. Para demostrar que la plasmólisis y la desplasmólisis ocurren solo en células vivas, realice un experimento de este tipo en paralelo. Sostenga una de las secciones de la epidermis de cebolla en una gota de agua sobre la llama de una lámpara de alcohol para matar las células. Luego aplique una solución de azúcar y observe si se produce plasmólisis.

La experiencia descrita le permite familiarizarse no solo con los procesos de turgencia, plasmólisis y desplasmólisis, sino también con el proceso de entrada de sustancias a la célula (en este caso, moléculas de azúcar de una solución).

Al estudiar los fenómenos de plasmólisis y deplasmólisis en células de raíz de remolacha, el procedimiento es el mismo, pero en lugar de una solución de azúcar es mejor utilizar una solución de nitrato de potasio al 5%.

Trabajo de laboratorio No. 3.

Determinación de la transpiración por método gravimétrico.

Ejercicio: Determinar la cantidad de agua evaporada por una planta durante un período de tiempo determinado mediante el método gravimétrico.

Materiales y equipamiento: balanzas, pesas, tijeras, platos, soporte, plantas vivas.

Procedimiento de operación

1. Coloque el tubo en forma de U sobre un soporte y vierta agua en él. Corta una hoja de la planta (o una rama pequeña con dos hojas) y usa un tapón de algodón para asegurarla en una pierna (el tapón de algodón no debe tocar el agua, de lo contrario el agua se evaporará a través de él). Cierre el otro codo con un tapón de goma o plástico (si no existe tal tubo, puede tomar un simple tubo de ensayo y llenar la superficie del agua con aceite vegetal para evitar la evaporación).

2. Pesar el aparato y al mismo tiempo un pequeño cristalizador lleno de agua. Coloque el dispositivo y el cristalizador en la ventana.

3. Después de 1 a 2 horas, vuelva a pesar. La masa disminuye en ambos casos a medida que el agua se evapora.

Trabajo de laboratorio No. 4

Observación del movimiento estomático.

Ejercicio: observar los movimientos estomáticos, explicar el motivo de los movimientos estomáticos, dibujar estomas en agua y en soluciones de 5 y
20%- vaya glicerina.

Objetivo del trabajo: observar los movimientos estomáticos en agua y en una solución de glicerol.

Materiales y equipamiento: Soluciones de glicerina (5 y 20%), solución de sacarosa 1M, microscopios, portaobjetos y cubreobjetos, agujas de disección, papel de filtro, frascos, hojas de cualquier planta.

Procedimiento de operación

1. Prepare varias secciones de la epidermis inferior de la hoja y colóquelas en una solución de glicerina al 5% durante 2 horas. El glicerol penetra en las vacuolas de las células protectoras, reduce su potencial hídrico y, por tanto, aumenta su capacidad para absorber agua. Se colocan los cortes en un portaobjetos de vidrio en la misma solución, se anota el estado de las células y se dibujan.

2. Reemplaza la glicerina con agua, sacándola de debajo del vaso con papel de filtro. En este caso, se observa la apertura de las hendiduras estomáticas. Dibuja la droga.

3. Reemplace el agua con un agente osmótico fuerte: una solución de glicerina al 20 % o una solución de sacarosa 1 M. Se observa el cierre de los estomas.

4. Sacar conclusiones.

Trabajo de laboratorio No. 5.

Productos de la fotosíntesis

Ejercicio: Estudiar el proceso de formación del almidón primario en las hojas.

Materiales y equipamiento: lámparas de alcohol, baños de agua, tijeras, estufas eléctricas, lámparas incandescentes de 200-300 W, platos, plantas vivas (calabaza, frijoles, pelargonio, prímula, etc.), alcohol etílico, solución de yodo en yoduro de potasio.

Procedimiento de operación

1. Utilizando una prueba de almidón, demuestre que el almidón se forma durante la fotosíntesis.

Una planta bien regada se debe colocar en un lugar oscuro durante 2-3 días. Durante este tiempo, habrá una salida de asimilados de las hojas. No se puede formar almidón nuevo en la oscuridad.

Para conseguir contraste con el proceso de fotosíntesis, se debe oscurecer parte de la hoja. Para ello, puede utilizar un negativo fotográfico o dos pantallas opacas idénticas, fijándolas arriba y abajo. Las imágenes en la pantalla (recortes) pueden ser muy diferentes.

Se coloca una lámpara incandescente de 200-300 W a una distancia de 0,5 m de la lámina. Después de una o dos horas, la hoja debe procesarse como se indicó anteriormente. Es más conveniente hacer esto en un plato plano. Al mismo tiempo, se procesa la hoja que permaneció oscurecida todo el tiempo.

Las partes expuestas a la luz se vuelven azules, mientras que el resto son amarillas.

En verano, puede modificar el experimento: cubra varias hojas de la planta, colocándoles bolsas de papel negro opaco con los recortes correspondientes; después de dos o tres días, al final de un día soleado, cortar las hojas, hervirlas primero en agua, luego blanquearlas con alcohol y tratarlas con una solución de yodo en yoduro de potasio. Las áreas oscuras de las hojas serán claras y las áreas iluminadas se volverán negras.

En algunas plantas (por ejemplo, las cebollas), el producto principal de la fotosíntesis no es el almidón, sino el azúcar, por lo que la prueba del almidón no les es aplicable.

2. Escribe los resultados de tus observaciones.

Trabajo de laboratorio No. 6.

Obtención de pigmentos a partir de extractos alcohólicos de hojas.
y su división

Ejercicio: Obtener un extracto alcohólico de pigmentos, separarlos y familiarizarse con las propiedades básicas de los pigmentos.

Materiales y equipamiento: tijeras, morteros, rejillas con tubos de ensayo, platos, lámparas de alcohol, baños de agua, hojas frescas o secas (ortiga, aspidistra, hiedra u otras plantas), alcohol etílico, gasolina, solución de NaOH (o KOH) al 20%, tiza seca , arena.

Procedimiento de operación

1. Colocar en un mortero limpio las hojas secas trituradas con tijeras, agregar un poco de tiza para neutralizar los ácidos de la savia celular. Muela bien la masa con un mortero, agregue alcohol etílico (100 cm 3) y luego filtre la solución.

El extracto de clorofila resultante tiene fluorescencia: bajo luz transmitida es verde, bajo luz reflejada es rojo cereza.

2. Separar los pigmentos mediante el método Kraus.

Para hacer esto, debe verter 2-3 cm3 de extracto en un tubo de ensayo y agregar un volumen y medio de gasolina y 2-3 gotas de agua; luego debe agitar el tubo de ensayo y esperar hasta que dos capas se vuelvan claramente visibles: gasolina en la parte superior y alcohol en la parte inferior. Si no se produce la separación, agregue más gasolina y agite el tubo de ensayo nuevamente.

Si aparece turbidez añadir un poco de alcohol.

Como la gasolina no se disuelve en alcohol, acaba en la superficie. El color verde de la capa superior indica que la clorofila se ha transferido a la gasolina. Además, el caroteno también se disuelve en gasolina. Abajo, en el alcohol, queda la xantofila. La capa inferior es amarilla.

Una vez que la solución se asienta, se forman dos capas. Como resultado de la saponificación de la clorofila, se eliminan los alcoholes y se forma la sal sódica de clorofilina que, a diferencia de la clorofila, no se disuelve en gasolina.

Para una mejor saponificación, el tubo de ensayo con NaOH añadido se puede colocar en un baño de agua con agua hirviendo y, tan pronto como la solución hierva, se retira. Después de esto, se agrega gasolina. El caroteno y la xantofila (el color será amarillo) pasarán a la capa de gasolina (arriba) y la sal sódica del ácido clorofiloso pasará a la capa de alcohol.

Trabajo de laboratorio No. 7.

Detección de respiración vegetal.

Ejercicio: demuestre que el CO 2 se libera cuando las plantas respiran, dibuje un dispositivo que ayuda a detectar la respiración mediante la liberación de CO 2, escriba títulos para el dibujo.

Materiales y equipamiento: 2 frascos de vidrio con una capacidad de 300-400 ml, 2 tubos de ensayo de goma con orificios para embudo y tubo, 2 embudos, 2 tubos de vidrio curvados en forma de letra “P” de 18-20 cm de largo y 4-5 mm de diámetro, 2 tubos de ensayo, un vaso de precipitados, solución de Ba(OH)2, semillas germinadas de trigo, girasol, maíz, guisantes, etc.

Procedimiento de operación

1. Vierta 50-60 g de semillas germinadas en un frasco de vidrio, ciérrelo bien con un tapón en el que se insertan un embudo y un tubo de vidrio curvo y déjelo durante 1-1,5 horas, tiempo durante el cual, como resultado de la respiración, de las semillas, el dióxido de carbono se acumulará en el frasco. Es más pesado que el aire, por lo que se concentra en el fondo de la lata y no ingresa a la atmósfera a través de un embudo o tubo.

2. Al mismo tiempo, toma un frasco de control sin semillas, ciérralo también con un tapón de goma con un embudo y un tubo de vidrio y colócalo al lado del primer frasco.

3. Los extremos libres de los tubos de vidrio se sumergen en dos tubos de ensayo con agua con barita. Comienzan a verter agua gradualmente en ambos frascos a través de embudos. El agua desplaza de las latas el aire enriquecido con CO 2, que entra en los tubos de ensayo con la solución de Ba(OH) 2. Como resultado, el agua de barita se vuelve turbia.

4. Compare el grado de turbidez del Ba(OH) 2 en ambos tubos de ensayo.

Trabajo de laboratorio No. 8.

Determinación de la intensidad de la respiración en copas Conway.

Ejercicio: realizar un experimento y calcular la intensidad de la respiración de los objetos en estudio dependiendo de las opciones experimentales.

Materiales y equipamiento: Vasos Conway, vaselina, buretas, soportes, papel de filtro, tijeras, básculas, pesas, reactivos: 0,1 N Ba(OH)2; HCl 0,1 N, fenolftaleína, plántulas y plantas adultas o sus órganos.

Procedimiento de operación

1. Las copas Conway se calibran antes del experimento, deben tener el mismo volumen para las variantes de control y experimentales. Cada variante experimental se realiza por triplicado.

2. En el círculo exterior del vaso Conway se coloca una muestra de material vegetal que pesa entre 0,5 y 1,0 g. En el cilindro interior se vierten 1 ó 2 ml de Ba(OH)2 0,1 N. El vaso se cierra herméticamente con un tapa molida (de modo que en la tapa aparezca un contorno transparente de la sección delgada de la taza) y se coloca en la oscuridad durante 20 a 40 minutos (para excluir la fotosíntesis en los tejidos de las plantas verdes). Durante la exposición, el dióxido de carbono acumulado en la copa Conway reacciona con el hidróxido de bario:

CO 2 + Ba(OH) 2 = BaCO 3 + H 2 O.

El exceso de Ba(OH)2 se titula con HCl 0,1 N frente a fenolftaleína hasta que desaparece el color rosa.

3. Al mismo tiempo que el experimental, colocar un vaso Conway de control (sin muestra). Se vierte en él el mismo volumen de solución de Ba(OH) 2 0,1 N, se cierra con una tapa esmerilada y se deja al lado del vaso de prueba. El hidróxido de bario de esta taza reacciona con el dióxido de carbono, que originalmente estaba contenido en el aire en su volumen. Se valora el exceso de barita.

4. Con base en la diferencia en los volúmenes de solución de ácido clorhídrico utilizados para valorar el exceso de Ba(OH)2 en las placas de control y experimentales, se calcula la intensidad de la respiración (I.D.):

Mg CO 2 /(g∙h),

donde V HC1k es el volumen de HC1 0,1 N utilizado para la valoración del exceso de Ba(OH) 2 en la copa de control; V HC1op - volumen de HC1 0,1 N, utilizado para la valoración del exceso de Ba(OH) 2 en la copa de prueba; R- peso de la muestra, g;

t - tiempo, h; 2,2 es el factor de conversión de HC1 a CO 2 (1 ml de HC1 0,1 N o Ba(OH) 2 equivale a 2,2 mg de CO 2).

Trabajo de laboratorio No. 9.

El significado de varios elementos para las plantas.

Ejercicio: estudia la importancia de diversos elementos minerales para el crecimiento del hongo Aspergillus.

Materiales y equipamiento: balanza, termostato, tapones de algodón, filtros, cinco matraces de 100 cm 3, tubos de ensayo, pipeta, dos vasos, embudo, sales minerales, sacarosa, ácido orgánico (cítrico), cultivo del hongo Aspergillus cultivado en trozos de patata o pan para 3-4 días.

Procedimiento de operación

1. Cultive un hongo utilizando mezclas de nutrientes.

Se ha establecido que Aspergillus tiene aproximadamente las mismas necesidades de nutrición mineral que las plantas superiores. De los elementos minerales, el hongo no necesita solo calcio. Las mezclas de nutrientes se preparan en matraces de 100 cm 3 y se componen según un esquema específico (Tabla 1).

La numeración de los matraces corresponde a la numeración de las variantes experimentales. Los resultados del experimento se anotan a continuación.

tabla 1

Esquema de preparación de mezclas nutricionales.

Sustancias	Concentración	Cantidad de sustancia (en ml) en matraces
		No. 1 - mezcla completa	No. 2 - sin N	No. 3 - sin P	No. 4 - sin K	No. 5 - sin minerales
sacarosa ácido de limón
resultados Masa de micelio, g

Se agrega ácido cítrico para crear un ambiente ácido que es favorable para el aspergillus, pero inhibe el desarrollo de otros microorganismos.

2. Vierta agua esterilizada en un tubo de ensayo o matraz y coloque en él el micelio del hongo, tomado con un asa esterilizada, revuelva el contenido girándolo entre los dedos o las palmas.

Pipetear la suspensión resultante en todos los matraces utilizando una pipeta estéril.

Cerrar los matraces con tapones de algodón y colocarlos en un termostato a una temperatura de 30-35 °C. La observación se llevará a cabo en una semana.

La esencia del experimento es que al determinar la masa de micelio de hongos cultivado en varias mezclas de nutrientes, se puede descubrir su necesidad de elementos individuales.

3. Pesar, para lo cual se toman dos vasos limpios, un embudo y varios filtros de papel idénticos. Pesar un vaso de precipitados (No. 1) con embudo y filtrar y registrar la masa. Luego colocar el embudo en otro vaso (No. 2), transferir el micelio del hongo del primer matraz al filtro, enjuagar con agua y después de que fluya el agua, transferir el embudo nuevamente al vaso No. 1. Pesar nuevamente. Está claro que el resultado será mayor, ya que se ha añadido micelio de hongos.

Manual educativo y metodológico.

... - Balashov: Nikolaev, 2007. - 48 p. ISBN 978-5-94035-300-3V educativamente-metódicobeneficios Se describen los métodos... fisiologíaplantas: libro de texto prestación/ ed. V. B. Ivanova. - Academia, 2001. - 144 p. Zanina, M.A. Fisiologíaplantas: método educativo. prestación ...

Complejo de formación y metodología.

... Educativo-metódico complejo Balashov... 'sentimiento', fisiología del griego... capacitación subestilo en educativo literatura para educativo metodológicobeneficios... Y plantas Y... 2005 tener ...

TEORÍA Y PRÁCTICA DEL DISCURSO CIENTÍFICO Curso especial para especialidades no humanitarias en universidades Complejo educativo y metodológico Balashov - 2008

Complejo de formación y metodología.

... Educativo-metódico complejo Balashov... 'sentimiento', fisiología del griego... capacitación subestilo en educativo literatura para educativo establecimientos de diversa índole, directorios, metodológicobeneficios... Y plantas Y... 2005 GRAMO.). No hemos hecho esto antes tener ...

Complejo educativo y metodológico (219)

Manual educativo y metodológico.

Instalaciones ( plantas, colecciones... a elloseducativo ... fisiología... G.Yu. Tecnologías escolares prometedoras: educativamente-metódicoprestación/G.Yu. Ksenzová. - M.: ... 288 pág. 6. Balashov, M. Juego didáctico... - No. 22. – 2005 . Pedagogía: libro de texto. prestación/ ed. PAG. ...

Introducción 2

1.Datos básicos sobre la estructura de la membrana celular 3.

2. Ideas generales sobre la permeabilidad 4

3. Transferencia de moléculas a través de la membrana 4

3.1. Difusión 5

3.2 Ecuación de Fick 6

3.3 Transporte pasivo 7

3.3.1 Diferencias entre difusión facilitada y difusión simple 8

4. Ley de Darcy 8

5. Transporte activo 9

6. Estructura y funciones de los canales iónicos 11.

Conclusión 15

Referencias 17

INTRODUCCIÓN

El transporte de membrana es el transporte de sustancias a través de la membrana celular hacia o desde la célula, que se lleva a cabo mediante varios mecanismos: difusión simple, difusión facilitada y transporte activo.

La propiedad más importante de una membrana biológica es su capacidad para hacer pasar diversas sustancias dentro y fuera de la célula. Esto es de gran importancia para la autorregulación y el mantenimiento de una composición celular constante. Esta función de la membrana celular se realiza debido a la permeabilidad selectiva, es decir. la capacidad de permitir el paso de algunas sustancias y no de otras. Las moléculas apolares con bajo peso molecular (oxígeno, nitrógeno, benceno) pasan más fácilmente a través de la bicapa lipídica. Pequeñas moléculas polares como el dióxido de carbono, el óxido nítrico, el agua y la urea penetran con bastante rapidez a través de la bicapa lipídica. El etanol y el glicerol, así como los esteroides y las hormonas tiroideas, atraviesan la bicapa lipídica a un ritmo notable. Para moléculas polares de mayor tamaño (glucosa, aminoácidos), así como para iones, la bicapa lipídica es prácticamente impermeable, ya que su interior es hidrófobo. Así, para el agua el coeficiente de permeabilidad (cm/s) es de aproximadamente 10-2, para el glicerol – 10-5, para la glucosa – 10-7 y para los iones monovalentes – menos de 10-10.

La transferencia de grandes moléculas polares e iones se produce debido a proteínas de canal o proteínas transportadoras. Así, en las membranas celulares hay canales para iones de sodio, potasio y cloro, en las membranas de muchas células hay canales de agua de acuaporina, así como proteínas portadoras de glucosa, varios grupos de aminoácidos y muchos iones. Transporte activo y pasivo.

Las membranas forman la estructura de la célula y llevan a cabo sus funciones. La alteración de las funciones de las membranas celulares e intracelulares es la causa de un daño celular irreversible y, como consecuencia, del desarrollo de enfermedades graves de los sistemas cardiovascular, nervioso y endocrino.

1. Datos básicos sobre la estructura de la membrana celular.

Las membranas celulares incluyen la membrana plasmática, el cariolema, las membranas de las mitocondrias, el RE, el aparato de Golgi, los lisosomas y los peroxisomas. Una característica común de todas las membranas celulares es que son capas delgadas (6-10 nm) de naturaleza lipoproteica (lípidos en complejo con proteínas). Los principales componentes químicos de las membranas celulares son los lípidos (40%) y las proteínas (60%); Además, en muchas membranas se encontraron carbohidratos (5-10%).

La membrana plasmática rodea cada célula, determina su tamaño y mantiene la distinción entre el contenido de la célula y su entorno externo. La membrana sirve como un filtro altamente selectivo y es responsable del transporte activo de sustancias, es decir, la entrada de nutrientes a la célula y la eliminación de productos de desecho nocivos. Finalmente, la membrana es responsable de la percepción de señales externas y permite que la célula responda a los cambios externos. Todas las membranas biológicas son conjuntos de moléculas de lípidos y proteínas unidas por interacciones no covalentes.

La base de cualquier membrana molecular está formada por moléculas lipídicas que forman una bicapa. Los lípidos incluyen un gran grupo de sustancias orgánicas que tienen poca solubilidad en agua (hidrofobicidad) y buena solubilidad en disolventes orgánicos y grasas (lipofilicidad). La composición de los lípidos en diferentes membranas no es la misma. Por ejemplo, la membrana plasmática, a diferencia de las membranas del retículo endoplásmico y las mitocondrias, está enriquecida en colesterol. Los representantes típicos de los lípidos que se encuentran en las membranas celulares son los fosfolípidos (glicerofosfátidos), las esfingomielinas y los lípidos esteroides: el colesterol.

Una característica de los lípidos es la división de sus moléculas en dos partes funcionalmente diferentes: hidrófobas, no polares, que no llevan carga ("colas"), que consisten en ácidos grasos, y "cabezas" hidrofílicas y polares cargadas. Esto determina la capacidad de los lípidos para formar espontáneamente estructuras de membrana bicapa (bilípidos) con un espesor de 5 a 7 nm.

Los primeros experimentos que lo confirmaron se llevaron a cabo en 1925.

La formación de una bicapa es una propiedad especial de las moléculas de lípidos y ocurre incluso fuera de la célula. Las propiedades más importantes de una bicapa: capacidad de autoensamblaje - fluidez - asimetría.

2. Ideas generales sobre la permeabilidad.

Características de las membranas, paredes de los vasos y células epiteliales, que reflejan la capacidad de conducir sustancias químicas; distinguir entre P. activo (transporte activo de sustancias) y pasivo (fagocitosis y pinocitosis ); La P. pasiva y (en algunos casos) activa (moléculas grandes) son proporcionadas por los poros de la membrana, la P. para sustancias de bajo peso molecular (por ejemplo, iones) es proporcionada por estructuras de membrana específicas con la participación de moléculas portadoras.

3. Transferencia de moléculas a través de la membrana.

Dado que el interior de la capa lipídica es hidrofóbico, representa una barrera prácticamente impenetrable para la mayoría de las moléculas polares. Gracias a la presencia de esta barrera, se evita la fuga del contenido celular, pero debido a esto, la célula se vio obligada a crear mecanismos especiales para transportar sustancias solubles en agua a través de la membrana. La transferencia de pequeñas moléculas solubles en agua se realiza mediante proteínas de transporte especiales. Se trata de proteínas transmembrana especiales, cada una de las cuales es responsable del transporte de moléculas específicas o grupos de moléculas relacionadas.

Las células también tienen mecanismos para transportar macromoléculas (proteínas) e incluso partículas grandes a través de la membrana. El proceso de absorción de macromoléculas por una célula se llama endocitosis. En términos generales, el mecanismo de su aparición es el siguiente: las áreas locales de la membrana plasmática se invaginan y cierran, formando una vesícula endocítica, luego la partícula absorbida generalmente ingresa a los lisosomas y sufre degradación.

3.1 Difusión (del latín diffusio - esparcir, esparcir, dispersar) es el proceso de transferir materia o energía desde un área de alta concentración a un área de baja concentración (contra el gradiente de concentración). El ejemplo más famoso de difusión es la mezcla de gases o líquidos (si se deja caer tinta en agua, el líquido adquirirá un color uniforme después de un tiempo). Otro ejemplo involucra un sólido: si un extremo de una varilla se calienta o se carga eléctricamente, el calor (o, correspondientemente, la corriente eléctrica) se propaga desde la parte caliente (cargada) a la parte fría (descargada). En el caso de una varilla de metal, la difusión térmica se desarrolla rápidamente y la corriente fluye casi instantáneamente. Si la varilla está hecha de un material sintético, la difusión térmica es lenta y la difusión de partículas cargadas eléctricamente es muy lenta. La difusión de moléculas es generalmente incluso más lenta. Por ejemplo, si se coloca un trozo de azúcar en el fondo de un vaso de agua y el agua no se revuelve, pasarán varias semanas antes de que la solución se vuelva homogénea. La difusión de una sustancia sólida hacia otra ocurre aún más lentamente. Por ejemplo, si el cobre está recubierto de oro, se producirá la difusión del oro en el cobre, pero en condiciones normales (temperatura ambiente y presión atmosférica) la capa aurífera alcanzará un espesor de varios micrómetros sólo después de varios miles de años.

Todos los tipos de difusión obedecen a las mismas leyes. La velocidad de difusión es proporcional al área de la sección transversal de la muestra, así como a la diferencia de concentraciones, temperaturas o cargas (en el caso de valores relativamente pequeños de estos parámetros). Así, el calor se propagará cuatro veces más rápido a través de una varilla de dos centímetros de diámetro que a través de una varilla de un centímetro de diámetro. Este calor se propagará más rápido si la diferencia de temperatura en un centímetro es de 10°C en lugar de 5°C. La velocidad de difusión también es proporcional al parámetro que caracteriza a un material en particular. En el caso de la difusión térmica, este parámetro se llama conductividad térmica; en el caso del flujo de cargas eléctricas, se llama conductividad eléctrica. La cantidad de sustancia que se difunde en un tiempo determinado y la distancia recorrida por la sustancia que se difunde son proporcionales a la raíz cuadrada del tiempo de difusión.

La difusión es un proceso a nivel molecular y está determinada por la naturaleza aleatoria del movimiento de las moléculas individuales. Por tanto, la velocidad de difusión es proporcional a la velocidad media de las moléculas. En el caso de los gases, la velocidad media de las moléculas pequeñas es mayor, es decir, es inversamente proporcional a la raíz cuadrada de la masa de la molécula y aumenta al aumentar la temperatura. Los procesos de difusión en sólidos a altas temperaturas suelen encontrar aplicaciones prácticas. Por ejemplo, ciertos tipos de tubos de rayos catódicos (CRT) utilizan torio metálico difundido a través de tungsteno a 2000 °C.

3.2 Ecuación de Fick

En la mayoría de los casos prácticos se utiliza la concentración C en lugar del potencial químico. La sustitución directa de µ por C resulta incorrecta en el caso de concentraciones elevadas, ya que el potencial químico está relacionado con la concentración según una ley logarítmica. Si no consideramos tales casos, entonces la fórmula anterior se puede reemplazar por la siguiente:

lo que muestra que la densidad de flujo de la sustancia J es proporcional al coeficiente de difusión D y al gradiente de concentración. Esta ecuación expresa la primera ley de Fick (Adolph Fick es un fisiólogo alemán que estableció las leyes de la difusión en 1855). La segunda ley de Fick relaciona cambios espaciales y temporales en la concentración (ecuación de difusión):

El coeficiente de difusión D depende de la temperatura. En varios casos, en un amplio rango de temperaturas, esta dependencia representa la ecuación de Arrhenius.

Los procesos de difusión son de gran importancia en la naturaleza:

Nutrición, respiración de animales y plantas;

Penetración de oxígeno de la sangre a los tejidos humanos.

3.3 Transporte pasivo

El transporte pasivo es la transferencia de sustancias desde lugares con un alto potencial electroquímico a lugares con un valor menor.

En experimentos con bicapas lipídicas artificiales, se descubrió que cuanto más pequeña es la molécula y menos enlaces de hidrógeno forma, más rápido se difunde a través de la membrana. Entonces, cuanto más pequeña sea la molécula y más liposoluble (hidrófoba o no polar) sea, más rápido penetrará la membrana. La difusión de sustancias a través de la bicapa lipídica se debe a un gradiente de concentración en la membrana. Las moléculas de sustancias insolubles en lípidos y los iones hidratados solubles en agua (rodeados de moléculas de agua) penetran la membrana a través de los poros de lípidos y proteínas. Las moléculas pequeñas no polares son fácilmente solubles y se difunden rápidamente. Las moléculas polares no cargadas con tamaños pequeños también son solubles y difusas.

Es importante que el agua penetre muy rápidamente en la bicapa lipídica a pesar de que es relativamente insoluble en grasas. Esto se debe a que su molécula es pequeña y eléctricamente neutra.

La ósmosis es el movimiento preferencial de moléculas de agua a través de membranas semipermeables (impermeables al soluto y permeables al agua) desde lugares de menor concentración de soluto a lugares de mayor concentración. La ósmosis es esencialmente la simple difusión de agua desde lugares con mayor concentración de agua a lugares con menor concentración de agua. La ósmosis juega un papel importante en muchos fenómenos biológicos. El fenómeno de la ósmosis provoca la hemólisis de los glóbulos rojos en soluciones hipotónicas.

Entonces, las membranas pueden permitir el paso del agua y de las moléculas no polares mediante difusión simple.

3.3.1 Diferencias entre difusión facilitada y simple:

1) la transferencia de una sustancia con la participación de un transportista ocurre mucho más rápido;

2) la difusión facilitada tiene la propiedad de saturación: al aumentar la concentración en un lado de la membrana, la densidad de flujo de la sustancia aumenta solo hasta un cierto límite, cuando todas las moléculas portadoras ya están ocupadas;

3) con difusión facilitada, se observa competencia entre sustancias transportadas en los casos en que el transportista transporta sustancias diferentes; Además, algunas sustancias se toleran mejor que otras y la adición de algunas sustancias complica el transporte de otras; Así, entre los azúcares, la glucosa se tolera mejor que la fructosa, la fructosa es mejor que la xilosa, la xilosa es mejor que la arabinosa, etc. etc.;

4) hay sustancias que bloquean la difusión facilitada: forman un complejo fuerte con las moléculas portadoras, por ejemplo, la floridzina inhibe el transporte de azúcares a través de una membrana biológica.

4.Ley de Darcy

Ley de Darcy (Henri Darcy, 1856): la ley de filtración de líquidos y gases en un medio poroso. Obtenido experimentalmente. Expresa la dependencia de la tasa de filtración de fluido del gradiente de presión:

donde: - tasa de filtración, K - coeficiente de filtración, - gradiente de presión. La ley de Darcy está asociada con varios sistemas de medición. Un medio con una permeabilidad de 1 Darcy (D) permite el flujo de 1 cm³/s de líquido o gas con una viscosidad de 1 cp (mPa s) bajo un gradiente de presión de 1 atm/cm actuando sobre un área de 1 cm². 1 milidarcy (mD) es igual a 0,001 Darcy.

En el sistema de medición SI, 1 Darcy equivale a 9,869233×10−13 m² o 0,9869233 µm². Esta conversión suele ser aproximadamente de 1 µm². Cabe señalar que este número es el recíproco de 1,013250, el factor de conversión de atmósferas a barras.

Transporte a través de la bicapa lipídica (difusión simple) y transporte con la participación de proteínas de membrana.

5. Transporte activo

Otras proteínas transportadoras (a veces llamadas proteínas bomba) transportan sustancias a través de la membrana utilizando energía, que generalmente proviene de la hidrólisis del ATP. Este tipo de transporte se produce en contra del gradiente de concentración de la sustancia transportada y se denomina transporte activo.

Simport, antiport y uniport.

El transporte de sustancias por membrana también difiere en la dirección de su movimiento y en la cantidad de sustancias transportadas por un transportista determinado:

1) Uniport: transporte de una sustancia en una dirección según el gradiente

2) Symport: transporte de dos sustancias en una dirección a través de un transportista.

3) Antiport: movimiento de dos sustancias en diferentes direcciones a través de un medio.

Uniport realiza, por ejemplo, un canal de sodio dependiente de voltaje a través del cual los iones de sodio ingresan a la célula durante la generación de un potencial de acción.

El transporte simultáneo lo lleva a cabo un transportador de glucosa ubicado en el lado externo (mirando hacia la luz intestinal) de las células epiteliales intestinales. Esta proteína captura simultáneamente una molécula de glucosa y un ión de sodio y, cambiando de conformación, transfiere ambas sustancias al interior de la célula. Esto utiliza la energía del gradiente electroquímico, que a su vez se crea debido a la hidrólisis del ATP por la ATPasa de sodio y potasio.

La antiportación se lleva a cabo, por ejemplo, mediante la ATPasa sodio-potasio (o ATPasa dependiente de sodio). Transporta iones de potasio al interior de la célula. y de la célula - iones de sodio.

El trabajo de la ATPasa sodio-potasio como ejemplo de antiporto y transporte activo.

Inicialmente, este transportador une tres iones Na + al lado interno de la membrana. Estos iones cambian la conformación del sitio activo de la ATPasa. Después de dicha activación, la ATPasa puede hidrolizar una molécula de ATP y el ion fosfato se fija en la superficie del transportador en el interior de la membrana.

La energía liberada se gasta en cambiar la conformación de la ATPasa, después de lo cual tres iones Na + y un ion (fosfato) terminan en el exterior de la membrana. Aquí los iones Na+ se separan y se reemplazan por dos iones K+. Luego, la conformación del portador cambia a la original y los iones K + terminan en el lado interno de la membrana. Aquí se separan los iones K+ y el transportador vuelve a estar listo para su uso.

Más brevemente, las acciones de la ATPasa se pueden describir de la siguiente manera:

1) “Toma” tres iones Na + del interior de la célula, luego divide la molécula de ATP y se agrega fosfato.

2) “Expulsa” iones Na + y une dos iones K + del entorno externo.

3) Desconecta el fosfato, liberando dos iones K+ en la célula.

Como resultado, se crea una alta concentración de iones Na + en el entorno extracelular y una alta concentración de iones K + dentro de la célula. El trabajo de Na +, K + - ATPasa crea no solo una diferencia de concentración, sino también una diferencia de carga (funciona como una bomba electrogénica). Se crea una carga positiva en el exterior de la membrana y una carga negativa en el interior.

6. Estructura y funciones de los canales iónicos.

El modelo de membrana excitable supone el transporte regulado de iones de potasio y sodio a través de la membrana. Sin embargo, el paso directo de un ion a través de la bicapa lipídica es muy difícil, por lo que la densidad de flujo iónico sería muy baja si el ion pasara directamente a través de la fase lipídica de la membrana. Esta y otras consideraciones dieron motivos para creer que la membrana debía contener algunas estructuras especiales: iones conductores.

Estas estructuras se encontraron y se denominaron canales iónicos. Se han aislado canales similares de varios objetos: la membrana plasmática de las células, la membrana postsináptica de las células musculares y otros objetos. También se conocen canales iónicos formados por antibióticos.

Propiedades básicas de los canales iónicos:

1) selectividad;

2) independencia de funcionamiento de canales individuales;

3) naturaleza discreta de la conductividad;

4) dependencia de los parámetros del canal del potencial de membrana.

Veámoslos en orden.

1. La selectividad es la capacidad de los canales iónicos para permitir selectivamente el paso de iones de un tipo.

Ya en los primeros experimentos con el axón del calamar se descubrió que los iones de sodio y potasio tienen efectos diferentes sobre el potencial de membrana. Los iones de potasio cambian el potencial de reposo y los iones de sodio cambian el potencial de acción.

Las mediciones han demostrado que los canales iónicos tienen una selectividad absoluta hacia cationes (canales selectivos de cationes) o aniones (canales selectivos de aniones). Al mismo tiempo, varios cationes de diversos elementos químicos pueden pasar a través de canales selectivos de cationes, pero la conductividad de la membrana para el ion menor y, por lo tanto, la corriente a través de él, será significativamente menor, por ejemplo, para el canal de sodio. la corriente de potasio a través de él será 20 veces menor. La capacidad de un canal iónico para pasar diferentes iones se llama selectividad relativa y se caracteriza por una serie de selectividad: la relación de conductividades del canal para diferentes iones tomados en la misma concentración.

2. Independencia del funcionamiento de canales individuales. El flujo de corriente a través de un canal iónico individual es independiente de si la corriente fluye a través de otros canales. Por ejemplo, los canales de potasio se pueden activar o desactivar, pero la corriente a través de los canales de sodio no cambia. La influencia de los canales entre sí se produce indirectamente: un cambio en la permeabilidad de algunos canales (por ejemplo, sodio) cambia el potencial de membrana y esto ya afecta la conductividad de otros canales iónicos.

3. Naturaleza discreta de la conductividad de los canales iónicos. Los canales iónicos son un complejo de subunidades de proteínas que atraviesan la membrana. En su centro hay un tubo por donde pueden pasar los iones.

El número de canales iónicos por 1 μm de superficie de membrana se determinó utilizando un bloqueador de canales de sodio radiomarcado, tetrodotoxina. Se sabe que una molécula de TTX se une a un solo canal. Luego, la medición de la radiactividad de una muestra de área conocida permitió demostrar que hay alrededor de 500 canales de sodio por 1 micrón de axón de calamar. Esto se descubrió por primera vez en 1962 en estudios de la conductividad de las membranas de bicapa lipídica (BLM, por sus siglas en inglés) cuando se agregaron microcantidades de una determinada sustancia inductora de excitación a la solución que rodeaba la membrana. Se aplicó un voltaje constante al BLM y se registró la corriente. La corriente se registró a lo largo del tiempo en forma de saltos entre dos estados conductores.

Los resultados de los experimentos realizados en varios canales iónicos mostraron que la conductividad de un canal iónico es discreta y puede estar en dos estados: abierto o cerrado. Las sobretensiones se producen por la apertura simultánea de 2 o 3 canales. Las transiciones entre estados del canal iónico ocurren en momentos aleatorios y obedecen a leyes estadísticas. No se puede decir que un canal iónico determinado se abrirá exactamente en este momento. Sólo se puede hacer una afirmación sobre la probabilidad de abrir un canal en un intervalo de tiempo determinado.

Los canales iónicos se describen mediante la vida útil característica de los estados abierto y cerrado.

4. Dependencia de los parámetros del canal del potencial de membrana. Los canales iónicos de las fibras nerviosas son sensibles al potencial de membrana, como los canales de sodio y potasio del axón del calamar. Esto se manifiesta en el hecho de que después del inicio de la despolarización de la membrana, las corrientes correspondientes comienzan a cambiar con una u otra cinética. En el lenguaje de los "canales iónicos", este proceso ocurre de la siguiente manera. El canal selectivo de iones tiene el llamado

"sensor" es un determinado elemento de su diseño que es sensible a la acción de un campo eléctrico (ver figura). Cuando el potencial de membrana cambia, la magnitud de la fuerza que actúa sobre ella cambia, como resultado, esta parte del canal iónico se mueve y cambia la probabilidad de abrir o cerrar la "puerta", una especie de amortiguador que funciona según el " ley de todo o nada”.

Estructura del canal iónico

El canal selectivo de iones consta de las siguientes partes: una parte proteica sumergida en la bicapa, que tiene una estructura de subunidad; un filtro selectivo formado por átomos de oxígeno cargados negativamente, que están ubicados rígidamente a cierta distancia entre sí y dejan pasar iones de cierto diámetro; parte de la puerta.

La "puerta" del canal iónico está controlada por el potencial de membrana y puede estar en estado cerrado (línea discontinua) o abierto (línea continua). La posición normal de la puerta del canal de sodio está cerrada. Bajo la influencia de un campo eléctrico, la probabilidad de un estado abierto aumenta, la compuerta se abre y el flujo de iones hidratados puede pasar a través del filtro selectivo.

Si el ion "se ajusta" al diámetro, se desprende de la capa de hidratación y salta al otro lado del canal iónico. Si el ion tiene un diámetro demasiado grande, como el tetraetilamonio, no puede pasar a través del filtro y no puede cruzar la membrana. Si, por el contrario, el ion es demasiado pequeño, entonces tiene dificultades en el filtro selectivo, esta vez asociadas a la dificultad de desprenderse de su capa de hidratación. Para el ion “adecuado”, el agua desechada se reemplaza por enlaces con átomos de oxígeno ubicados en el filtro; para el ion “inadecuado”, el ajuste estérico es peor. Por tanto, le resulta más difícil pasar a través del filtro y la conductividad del canal es menor.

Los bloqueadores de canales iónicos no pueden atravesarlo y se atascan en el filtro o, si son moléculas grandes como TTX, coinciden estéricamente con alguna entrada al canal. Dado que los bloqueadores tienen una carga positiva, su parte cargada ingresa al canal del filtro selectivo como un catión normal y la macromolécula lo obstruye.

Por tanto, los cambios en las propiedades eléctricas de las biomembranas excitables se llevan a cabo mediante canales iónicos. Se trata de macromoléculas de proteínas que penetran la bicapa lipídica y pueden existir en varios estados discretos. Las propiedades de los canales selectivos para iones de potasio, sodio y calcio pueden depender de diferentes maneras del potencial de membrana, que determina la dinámica del potencial de acción en la membrana, así como las diferencias en dichos potenciales en las membranas de diferentes células.

Conclusión

Cualquier molécula puede atravesar la bicapa lipídica, pero la tasa de difusión pasiva de sustancias, es decir, La transición de una sustancia de una zona de mayor concentración a una zona de menor concentración puede ser muy diferente. Para algunas moléculas, esto lleva tanto tiempo que podemos hablar de su impermeabilidad práctica a la bicapa lipídica de la membrana. La velocidad de difusión de sustancias a través de una membrana depende principalmente del tamaño de las moléculas y de su relativa solubilidad en grasas.

Las moléculas pequeñas no polares, como el O2, los esteroides, las hormonas tiroideas y los ácidos grasos, pasan más fácilmente por difusión simple a través de la membrana lipídica. Las pequeñas moléculas polares sin carga (CO2, NH3, H2O, etanol, urea) también se difunden a una velocidad bastante alta. La difusión del glicerol es mucho más lenta y la glucosa prácticamente no puede atravesar la membrana por sí sola. La membrana lipídica es impermeable a todas las moléculas cargadas, independientemente de su tamaño.

El transporte de tales moléculas es posible debido a la presencia en las membranas de proteínas que forman canales (poros) en la capa lipídica llena de agua, a través de los cuales pueden pasar sustancias de cierto tamaño mediante difusión simple, o proteínas portadoras específicas que, selectivamente al interactuar con ciertos ligandos, facilitan su transporte a través de la membrana (difusión facilitada).

Además del transporte pasivo de sustancias, las células contienen proteínas que bombean activamente determinadas sustancias disueltas en agua en contra de su gradiente, es decir, desde una zona de menor concentración a una zona de mayor concentración. Este proceso, llamado transporte activo, se lleva a cabo siempre con la ayuda de proteínas transportadoras y se produce con gasto de energía.

La parte exterior del canal es relativamente accesible para el estudio, el estudio de la parte interior presenta importantes dificultades. P. G. Kostyuk desarrolló un método de diálisis intracelular que permite estudiar la función de las estructuras de entrada y salida de los canales iónicos sin el uso de microelectrodos. Resultó que la parte del canal iónico abierta al espacio extracelular difiere en sus propiedades funcionales de la parte del canal que da al entorno intracelular.

Son los canales iónicos los que proporcionan dos propiedades importantes de la membrana: selectividad y conductividad.

La selectividad o selectividad del canal está garantizada por su estructura proteica especial. La mayoría de los canales están controlados eléctricamente, es decir, su capacidad para conducir iones depende de la magnitud del potencial de membrana. El canal es heterogéneo en sus características funcionales, especialmente en lo que respecta a las estructuras proteicas ubicadas en la entrada y en la salida del canal (los llamados mecanismos de compuerta).

ecuación de fick

El signo "-" muestra que la densidad de flujo total de una sustancia durante la difusión se dirige hacia una densidad decreciente, D es el coeficiente de difusión. La fórmula muestra que la densidad de flujo de una sustancia J es proporcional al coeficiente de difusión D y al gradiente de concentración. Esta ecuación expresa la primera ley de Fick (Adolph Fick es un fisiólogo alemán que estableció las leyes de la difusión en 1855).

El canal selectivo de iones consta de las siguientes partes: una parte proteica sumergida en la bicapa, que tiene una estructura de subunidad; un filtro selectivo formado por átomos de oxígeno cargados negativamente, que están ubicados rígidamente a cierta distancia entre sí y dejan pasar iones de cierto diámetro; parte de la puerta. Son los canales iónicos los que proporcionan dos propiedades importantes de la membrana: selectividad y conductividad. Los canales de calcio desempeñan un papel esencial en las células del corazón.

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