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Artículo: "Condiciones necesarias para una anestesia exitosa de conejos"
Manejo exitoso de la anestesia en conejos

ÉL. Melentiev Candidato de Ciencias Veterinarias, Profesor Asociado del Departamento de Enfermedades de Aves, Peces, Abejas y Animales de Piel. FGOU VPO "Academia Estatal de Medicina Veterinaria de San Petersburgo".

Factores que afectan el riesgo de la anestesia en conejos

Hay muchos factores que afectan el riesgo de la anestesia., los más significativos son el estrés, la hipoxia, enfermedades previas. Un examen clínico antes de la anestesia da una idea del estado general del conejo. El pesaje es necesario para calcular con precisión las dosis de los medicamentos utilizados. , el cálculo correcto de las dosis y el seguimiento del curso de la anestesia lo hacen más seguro.

Hay muchos problemas asociados con la anestesia del conejo: estrés, hipoxia y enfermedades preexistentes. El examen clínico previo a la anestesia da una idea del estado de salud general del conejo. Se requiere un peso exacto para calcular las dosis de los medicamentos que se van a utilizar. Un buen equipo anestésico, la gama correcta de medicamentos y un anestesista observador mejoran la seguridad anestésica.

Durante las décadas de uso de conejos como animales de laboratorio y el desarrollo de la medicina veterinaria de conejos como mascotas, se ha intentado utilizar la mayoría de los fármacos utilizados en anestesiología médica y veterinaria. La experiencia acumulada muestra que muchos medicamentos utilizados para la sedación, anestesia y analgesia, pero las dosis efectivas y seguras de medicamentos, su farmacodinámica en estos animales, el uso de combinaciones de medicamentos, tienen características significativas.

Los propietarios perciben correctamente la anestesia como un procedimiento de alto riesgo, aunque algunos medicamentos actualmente disponibles se pueden usar con bastante seguridad. Estudios de mortalidad relacionados con anestesia y sedación en perros, gatos y conejos publicados por Brodbelt DC. en al. en 2008, mostró una tasa de mortalidad promedio de 0,17% para perros, 0,24% para gatos y 1,39% para conejos. Al desarrollar un protocolo anestésico, es necesario tener en cuenta las características biológicas significativas de estos animales, lo que reducirá el riesgo.

Hay muchos factores que influyen en el riesgo de la anestesia, siendo los más significativos el estrés, la hipoxia y las enfermedades previas. A menudo, varios de estos factores están presentes en un conejo. Ruidos fuertes, entornos desconocidos, el olor de otros animales también tienen un efecto.

intubación de conejo

La intubación es difícil debido a las características anatómicas de la cavidad oral, la nasofaringe y la tráquea. Debido al pequeño volumen del tórax, a menudo se desarrolla hipoxia en los conejos. El volumen corriente es de solo 4-6 ml/kg y los pulmones tienen un volumen pequeño en comparación con los órganos abdominales. La inhalación y la exhalación se llevan a cabo principalmente debido a los movimientos del diafragma y no debido a los músculos intercostales. Esta posición del conejo durante la anestesia, cuando los órganos abdominales presionan el diafragma, puede interferir con los movimientos respiratorios.

Incluso aparentemente sanos, pueden ser portadores latentes de enfermedades tan contagiosas como la pasteurelosis y la encefalitozoonosis. El daño pulmonar, causado principalmente por Pasteurella multocida, puede impedir el intercambio de gases en los alvéolos. El daño a los riñones y al cerebro causado por la encefalitozoonosis puede provocar otras complicaciones.

Además, si el conejo no fue sedado antes de la anestesia con gas, él, al oler el gas, contiene la respiración, se produce apnea en combinación con bradicardia e hipercapnia. En un estudio de Flecknell et al. (1996), el período de apnea fue de 30 segundos a 2 minutos con isoflurano y halotano a través de mascarilla y en cámara de inducción. Algunos anestésicos (medetomidina/ketamina) provocan un descenso de la presión arterial y de la oxigenación, aumentando el riesgo de hipoxia.

Las enfermedades dentales y la interrupción de los intestinos causan agotamiento y debilidad, el aumento de la salivación puede provocar deshidratación y desequilibrio electrolítico. Los conejos obesos son propensos a desarrollar hipertensión e hipertrofia cardíaca. La hiperinsulinemia, la hiperglucemia y los triglicéridos elevados son comunes en el suero de conejos obesos, y la lipidosis hepática se desarrolla rápidamente después de un período corto sin alimentos, especialmente si el conejo está bajo estrés severo.

Los conejos obesos son los pacientes más difíciles para la cirugía. La liberación de catecolaminas endógenas como resultado del estrés y el dolor puede ser la causa de la arritmia cardíaca. Los conejos son extremadamente sensibles al dolor, especialmente después de la cirugía abdominal y la extracción de incisivos. El dolor es un factor estresante particularmente fuerte, que conduce a una disminución del apetito, una motilidad intestinal más lenta y puede causar estasis intestinal y, en última instancia, una lipidosis hepática fatal. Los defectos cardíacos congénitos, como la comunicación interventricular, provocan miocardiopatía, especialmente en conejos de raza gigante.

Examen clínico antes de la anestesia

Examen clínico antes de la anestesia da una idea del estado general del conejo. Algunos conejos debilitados requieren nutrición antes de la anestesia. Los pacientes deshidratados, conmocionados o hipotensos requieren líquidos intravenosos o intraóseos. Los conejos no vomitan, por lo que no es necesario quedarse sin comida, aunque un breve período de 1-2 horas asegura que no haya partículas de comida en la boca y que el estómago no esté lleno.

El pesaje es necesario para calcular con precisión las dosis de los medicamentos utilizados. La cantidad de alimentos en el tracto gastrointestinal varía en diferentes momentos del día y puede afectar los resultados del pesaje. Los conejos pueden tener una cantidad significativa de comida en el tracto digestivo, especialmente en el ciego. Los animales gordos requieren dosis más bajas de fármacos que los animales magros, por lo que algunos autores recomiendan que las dosis se calculen en función de la tasa metabólica, en función del peso corporal.

Durante la anestesia, se puede reducir el riesgo de hipoxia colocándolo de tal manera que los órganos abdominales no presionen el diafragma. Estirar el cuello y sacar la lengua de la boca no solo permite controlar el color de la membrana mucosa, sino que también elimina la base de la lengua de la faringe y abre las vías respiratorias.

Los movimientos respiratorios son impulsados ​​más por los movimientos diafragmáticos y el conteo visual puede ser difícil, y los campos quirúrgicos también dificultan la observación de la respiración. En todos los casos, es preferible utilizar un monitor de paciente.

Durante la anestesia, necesitan un suministro constante de oxígeno. La oxigenación antes de la anestesia reduce el riesgo de hipoxia si el conejo contiene la respiración. El oxígeno se puede administrar a través de una máscara facial (Figura 1), un tubo endotraqueal o nasal, o incluso a través de un tubo que se inserta en la garganta a través de la boca.

Anestesia balanceada

Como en animales de otras especies, sólo anestesia balanceada permite una cirugía exitosa. Una anestesia demasiado ligera provoca el despertar del animal durante la operación con una fuerte irritación de los tejidos y se manifiesta por el movimiento del animal o incluso por los gritos, tal paciente puede desarrollar hipoxia y cianosis. La reacción del anestesiólogo a la retención prolongada de la respiración, una disminución en la concentración del anestésico, puede conducir a una anestesia y sensibilidad demasiado ligeras. Es necesario un aumento en la concentración de gas para profundizar la anestesia. Si el conejo no está intubado, el olor a gas hace que se contenga la respiración y se detenga el flujo de gas, siendo más difícil lograr la anestesia quirúrgica. El lento aumento de la concentración de gas después de una premedicación efectiva evita que se contenga la respiración cuando se usa una máscara facial.

intubación endotraqueal

intubación endotraqueal(foto. 2) previene la aparición de problemas asociados a la retención de la respiración, permite la introducción de oxígeno y reduce significativamente la mortalidad. La intubación endotraqueal también permitirá, si es necesario, realizar la ventilación artificial de los pulmones. buen contenido después de la cirugía, y es necesaria una analgesia adecuada para reducir el dolor y el estrés, restaurar el apetito y prevenir el desarrollo de lipidosis hepática.

Una máscara facial transparente le permite observar el color de las membranas mucosas. Es necesario disponer de un juego de pequeños tubos endotraqueales (2,0-5,0 mm). Los conejos tienen un volumen corriente pequeño (4-6 ml/kg) y el anestésico circula en un volumen pequeño. Aunque no se requieren boquillas, permiten un mejor control de la cavidad bucal y la laringe. Se puede utilizar un laringoscopio con una hoja pequeña (0 o 1) para visualizar la laringe y facilitar la intubación.

oxímetro de pulso

Como parte del equipo de anestesia, se puede utilizar un oxímetro de pulso(foto. 3), el mejor lugar para colocarlo es la lengua, pero esto no es posible si se usa una máscara facial para la anestesia. Se puede obtener una señal satisfactoria de los pliegues inguinales o de la base de la cola, si es posible depilar el vello y colocar el sensor, también se puede utilizar una sonda rectal.

La posibilidad de utilizar un monitor respiratorio depende del tamaño del conejo. Un electrocardiógrafo se puede utilizar como monitor cardíaco. La temperatura rectal se puede determinar con un termómetro estándar o digital con un sensor remoto. El transductor debe lubricarse e insertarse suavemente en el recto para monitorear continuamente la temperatura rectal durante el período de anestesia.

Por lo tanto, un buen equipo de anestesia, la puntuación correcta de la dosis y la observación de la anestesia en conejos la hacen más segura. y los medicamentos utilizados dependen del estado general del paciente, la naturaleza y la duración prevista de la operación, las capacidades de la clínica y el propietario, mientras que la práctica juega un papel importante.

LITERATURA

1. Plumb, Donald K. Preparaciones farmacológicas en medicina veterinaria // M., 2002.- 856 p.
2. Aeschbacher, G. Rabbit anestesia // Compendio sobre educación continua, 1995, 17, 1003-1011
3. Brodbelt DC, Blissitt KJ, Hammond RA, Neath PJ, Young LE, Pfeiffer DU, Wood JL. // El riesgo de muerte: la investigación confidencial sobre las muertes perioperatorias de animales pequeños. Veterinario Anaesth Analg. 2008 septiembre;35(5):365-73
4. Calasans-Maia MD, Monteiro ML, Ascoli FO, Granjeiro JM. El conejo como modelo animal para cirugía experimental // Acta Cir Bras.2009 Jul-Ago;24(4):325-8
5. Conejos Domésticos: Enfermedades y Parásitos / N.M. Patton, K. W. Hagen, J. R. Gorham y R. E. plano Universidad Estatal de Oregón, 2008. - 30 rublos.
6. Flecknell, P.A., Cruz, I.J., Liles, J.H., Whelan, G. Inducción de la anestesia con halotano e isoflurano en el conejo: una comparación del uso de una máscara facial o una cámara anestésica // Lab Anim., 1996; 30, 67-74
7. Gillette, C. S. Dosis de fármacos seleccionados y datos de referencia clínica // En The Biology of the Laboratory Rabbit, 2ª ed. (P.J. Manning, D.H. Ringler, C.E. Newcomer, eds), Academic Press, 1994; págs. 468-472
8. Grint NJ, Murison PJ. Una comparación de combinaciones de ketamina-midazolam y ketamina-medetomidina para la inducción de anestesia en conejos // Vet Anaesth Analg. marzo de 2008;35(2):113-21
9. Inglis S, Strunk A. Anestesia en conejos // Lab Anim (NY), marzo de 2009;38(3):84-5
10. Keeble E., Meredith A. Rabbit Medicine & Surgery (Revisión de color de autoevaluación) // Manson Publishing, enero de 2006, 192 p.
11. Lichtenberger M, Ko J. Anestesia y analgesia para pequeños mamíferos y aves // Vet Clin North Am Exot Anim Pract. Mayo 2007;10(2):293-315
12. Mason D. E. Anestesia, analgesia y sedación para pequeños mamíferos // En Hurones, Conejos y Roedores, Medicina Clínica y Cirugía. (E.V. Hillyer, KE Quesenberry, eds). 1997. - págs. 378-391
13. Conejos: Salud, Cría y Enfermedades / V.C.G. Richardson. Blackwell Science Ltd, 2000.- 184 rublos.
14. Farmacología clínica de pequeños animales / Jill Maddison at al. - Elsevier Limited, 2008. - 589 p.

Dmitri Tamoshkin- Veterinario jefe de la clínica veterinaria "Vetus"

Melentiev Oleg Nikolaevich, Candidato de Ciencias Veterinarias, Veterinario en el Centro Vetus de Medicina Veterinaria.

Las características biológicas significativas de los conejos, que los distinguen de otros animales domésticos, también deben tenerse en cuenta en el período postoperatorio. Para la recuperación después de la anestesia, el conejo se coloca en una cama tibia o en una jaula con calefacción y piso cálido (Fig. 1, 3), se requiere una temperatura de aproximadamente 35 ° C. Tan pronto como la temperatura corporal del conejo se estabilice y el conejo pueda sentarse sobre sus patas, el calentamiento debe reducirse a 26-28 °C, ya que los conejos en este estado no pueden respirar con frecuencia y son susceptibles a la hipertermia. La ausencia de irritantes externos y las condiciones ambientales confortables facilitan la recuperación después de la anestesia. Solo un conejo completamente despierto debe mantenerse a temperatura ambiente.

Para mantener, es mejor elegir una habitación donde no haya otros animales y su olor esté ausente. Tan pronto como el conejo se recupere lo suficiente para comer y beber, es necesario proporcionarle agua y comida. Inmediatamente después de despertar y todo el período postoperatorio, es preferible dar heno, hierba, zanahorias. Después de extraer los incisivos, es necesario darle al conejo comida blanda, en puré o rallada. También se puede utilizar heno de buena calidad como lecho para colocar al conejo sobre su pecho (Figura 2).

La buena técnica operatoria, la rapidez de la operación y el material de sutura adecuado reducen las molestias en la zona de la herida quirúrgica, pero en la mayoría de los casos se requiere analgesia postoperatoria. Evaluar el dolor en los conejos puede ser difícil, ya que no muestran muchos de los signos de dolor que se encuentran en otras especies y se sientan en silencio cerca de la parte trasera de la jaula, sin responder a su entorno. Los conejos son extremadamente sensibles al dolor, especialmente después de la cirugía abdominal y la extracción de incisivos. El dolor y el estrés estimulan el sistema nervioso simpático y reducen la motilidad gastrointestinal. Una disminución de la motilidad intestinal es un desencadenante del desarrollo de una cascada de procesos adversos que conducen a la lipidosis hepática y la muerte.

Es posible determinar la presencia de dolor observando al animal, pero esto requiere una estrecha comunicación con él antes de la operación y el conocimiento de las características de su comportamiento. Los parámetros fisiológicos como la temperatura corporal, la frecuencia cardíaca y la respiración cambian bajo la influencia del dolor, pero para determinar estos parámetros es necesario sacar al conejo de la jaula, lo que en sí mismo puede hacer que cambien. Los conejos con dolor no se acercan a la pared frontal de la jaula al ver comida. No se están acicalando y pueden volverse agresivos con otros animales que se encuentran en la misma jaula. El dolor en la cavidad abdominal puede manifestarse por la adopción de una posición inclinada del cuerpo y el rechinar de dientes. A veces, los conejos se comportan inquietos, rebotando y girando periódicamente en el fondo de la jaula. La consecuencia del dolor es una negativa total a alimentarse.

La analgesia en animales de laboratorio, incluidos los conejos, se ha estudiado ampliamente. Se ha desarrollado un sistema de puntuación del dolor para determinar la eficacia de los analgésicos, aunque características individuales puede afectar la percepción del dolor, especialmente de intensidad moderada. Las dosis de fármacos requeridas para brindar analgesia dependen del irritante, por lo que es necesario monitorear al conejo y determinar su respuesta a la analgesia. El dolor es una condición potencialmente mortal en el conejo, por lo que todos los conejos con dolor deben recibir analgesia.

La analgesia es "la ausencia de sensibilidad al dolor o el alivio del dolor sin pérdida de la conciencia". En respuesta al dolor y otros factores estresantes, se liberan opioides endógenos y reducen la sensibilidad al dolor. La inflamación o la hipoxia en el sitio de la lesión provoca la liberación de sustancias nociceptivas como las cininas, que a su vez estimulan la formación de prostaglandinas.

Los analgésicos opioides son fármacos de acción central utilizados para el dolor intenso, que tienen un efecto específico sobre el sistema nervioso central. Los efectos farmacológicos están asociados con un efecto sobre los receptores opioides del sistema nervioso central. Se han encontrado una variedad de receptores opioides en el cerebro, la médula espinal y otros tejidos, incluido el tracto gastrointestinal. Los opioides provocan un cierto efecto según el tipo de receptor, y existen diferencias entre especies en su acción:

– Los receptores µ- (mu) son los principales responsables de la analgesia supraespinal, la euforia, la depresión respiratoria y causan dependencia física en humanos;
- los receptores k- (kappa) son los principales responsables de la analgesia espinal, la miosis y la sedación;
– Los receptores σ- (sigma) son responsables de la disforia (humor, malhumorado-irritable, estado de ánimo enojado con aumento de la ansiedad en respuesta a cualquier estímulo externo), alucinaciones, excitación respiratoria y diversos efectos vasomotores.

Otros receptores, como los receptores δ- (delta), se encuentran en varios tejidos. Los efectos sobre los receptores µ y k son los más importantes para el alivio del dolor.
Otras intervenciones como la depresión respiratoria, la sedación o los efectos sobre la motilidad gastrointestinal pueden o no ser beneficiosas según la situación en la que se utilicen estos fármacos.

En conejos, se utilizan analgésicos narcóticos para proporcionar analgesia y, en algunos casos, anestesia. También se pueden utilizar después de la anestesia para prolongar el efecto analgésico. Por otro lado, los analgésicos narcóticos causan depresión respiratoria y mental, hipotermia y bradicardia en conejos.

La buprenorfina es un agonista opioide parcial potente, analgésico de acción prolongada. En conejos, se utiliza para la analgesia a largo plazo para aliviar el dolor agudo o crónico en los órganos internos a una dosis de 0,02-0,05 mg/kg por vía oral o intramuscular cada 6-12 horas; 0,5 mg/kg por vía rectal cada 12 horas. La buprenorfina también se usa para prevenir los efectos depresores respiratorios del fentanilo después de una cirugía cuando se usa una combinación de fentanilo/fluanisona y benzodiazepinas para la anestesia.

El butorfanol es un antagonista sintético de los receptores opioides. En conejos, el butorfanol proporciona analgesia y sedación leve, y no provoca depresión respiratoria a menos que se utilicen dosis elevadas. Se aplica para aliviar el dolor postoperatorio a una dosis de 0,4 mg/kg por vía oral cada 4-6 horas.

Los estudios han demostrado que el uso de dosis altas de butorfanol provoca un efecto analgésico menor que las dosis más bajas. La semivida de eliminación del butorfanol en conejos a la dosis de 0,5 mg/kg es de 1,64 horas tras la administración intravenosa y de 3,16 horas tras la administración subcutánea. El butorfanol se puede utilizar para revertir los efectos depresores respiratorios de los agonistas µ como el fentanilo, la morfina y la pefidina.

Tramadol es un analgésico opioide derivado del ciclohexanol. Agonista no selectivo de los receptores µ, δ y k en el SNC. Es un racemato de isómeros (+) y (-) (50% cada uno), que están involucrados en los efectos analgésicos de varias maneras. El isómero (+) es un agonista del receptor opioide puro, tiene un tropismo bajo y no tiene una selectividad pronunciada para varios subtipos de receptores. El isómero (-), que inhibe la captación neuronal de norepinefrina, activa las influencias noradrenérgicas descendentes. Debido a esto, se interrumpe la transmisión de impulsos de dolor a la sustancia gelatinosa de la médula espinal, lo que provoca un efecto sedante. En dosis terapéuticas, prácticamente no deprime la respiración. Tiene un efecto antitusivo. Más del 80 % del tramadol se excreta en conejos a través de los riñones. Después de la administración oral de tramadol a una dosis de 11 mg/kg efectos secundarios no ocurrió. La vida media fue de 145,4 +/- 81,0 minutos; la concentración máxima en plasma sanguíneo es de 135,3 +/- 89,1 ng/ml. La dosis recomendada para conejos es de 2,0-4,0 mg/kg cada 12 horas.

Fentanilo/fluanisona (Fentanilo/fluanisona). El fentanilo es un potente agonista opioide que actúa predominantemente sobre el receptor µ y provoca analgesia, depresión respiratoria y, en humanos, euforia. La fuerza de la acción analgésica es 20-100 veces mayor que la morfina. Su efecto analgésico se ve potenciado por la fluanisona, que también elimina el efecto depresor de la respiración. Según muchos autores, este es el mejor fármaco utilizado en conejos para la sedación y la anestesia, la analgesia profunda dura 3 horas después de la administración. La combinación de fentanilo/fluanisona se usa para premedicación, sedación y analgesia fuerte o, en combinación con midazolam, para anestesia.

En algunos casos, los antiinflamatorios no esteroideos (AINE), que inhiben la síntesis de ciclooxigenasa, prostaglandinas y sustancias similares, pueden ser una alternativa a los analgésicos opioides. La ciclooxigenasa es una enzima que promueve la formación de prostaglandinas a partir del ácido araquidónico en las membranas celulares. Hay dos isómeros de ciclooxigenasa: COX-1 y COX-2. Todos los AINE tienen propiedades analgésicas, antipiréticas y antiinflamatorias. Su potencial efecto tóxico está asociado con los isómeros de ciclooxigenasa. COX-1 tiene varias propiedades fisiológicas, y se cree que la inhibición de COX-1 es responsable de la mayoría de los efectos tóxicos de los AINE. COX-2 se produce en sitios de inflamación por la acción de mediadores inflamatorios.
El carprofeno inhibe menos la ciclooxigenasa y por lo tanto es menos tóxico, tiene un mecanismo de acción diferente. La estructura de la molécula también afecta la acción farmacológica, especialmente de los AINE pertenecientes al subgrupo del ácido 2-arilpropiónico (derivados del ácido propiónico: carprofeno, ketoprofeno y vedaprofeno). Algunas especies animales tienen metabolismos diferentes. En general, el intervalo de uso de AINE en animales recién nacidos y viejos debe ser mayor para reducir la toxicidad.

La supresión de la regulación normal por parte de las prostaglandinas puede provocar una perfusión insuficiente en los riñones en pacientes hipotensos y una insuficiencia renal aguda. Esto sucede durante la anestesia, especialmente si hay una pérdida de sangre significativa, entonces se debe mantener la presión arterial introduciendo la cantidad necesaria de soluciones. Es recomendable tomar un descanso de 24 horas entre el uso de AINE de diferentes tipos.
Los AINE se pueden utilizar para la analgesia posoperatoria y el tratamiento de la artrosis crónica. El efecto de los AINE sobre la síntesis de prostaglandinas en conejos es significativo. Las prostaglandinas estimulan la liberación de heces blandas en conejos al inhibir la motilidad intestinal proximal y estimular la motilidad distal.

La aspirina (aspirina) inhibe la ciclooxigenasa, lo que conduce a una disminución en la síntesis de prostaglandinas y tromboxantes, reduce la agregación plaquetaria y la inflamación. La aspirina es un analgésico eficaz para los conejos, se utiliza como primeros auxilios, por lo que muchos dueños de conejos la tienen en casa. La dosis oral es de 100 mg/kg. La concentración máxima en suero sanguíneo en conejos se alcanza después de 1-2 horas. La aspirina puede causar una disminución de las plaquetas y una tendencia a sangrar en conejos de laboratorio. Las propiedades analgésicas son más débiles en comparación con otros AINE, como el carprofeno y el flunixino.

El carprofeno es un inhibidor débil de la ciclooxigenasa con una baja relación COX-1:COX-2 y una toxicidad mínima. Carprofen, debido a su disponibilidad, se puede prescribir después de la cirugía para todos los pacientes. Aunque puede tomarse por vía oral (1,5 mg/kg 2 veces al día), los estudios han demostrado que es mejor administrarlo por vía subcutánea o intravenosa (2-4 mg/kg 1 vez al día).
Cuando se administra por vía subcutánea, puede haber efectos adversos asociados con la posible penetración del fármaco en la dermis. Para reducir la cantidad de complicaciones, es necesario asegurarse de que el medicamento haya ingresado al tejido subcutáneo y no a la dermis, y masajear el área de inyección después de la inyección. Carprofeno está especialmente indicado para el dolor agudo después de fracturas y lesiones.

El flunixino es un potente inhibidor de la ciclooxigenasa que se ha utilizado con éxito como agente antiinflamatorio en vacas y caballos. Los fabricantes no recomiendan su uso hasta que el paciente se haya recuperado completamente de la anestesia general, ya que este AINE puede provocar una disminución del flujo sanguíneo renal. Tampoco se puede coadministrar con otros fármacos nefrotóxicos como la gentamicina. El flunixino se puede utilizar como analgésico y antiinflamatorio en conejos a una dosis de 1,1 mg/kg 2 veces al día, por vía subcutánea.
De interés es la posibilidad de usar inhibidores de la ciclooxigenasa para el tratamiento de la enterotoxemia. Elmas M. et al. (2008) utilizaron con éxito 2,2 mg/kg de flunixina y 5 mg/kg de enrofloxacina por vía intravenosa para este propósito.

Ketoprofeno (Ketoprofeno). El ketoprofeno se ha descrito en pequeños mamíferos, incluidos los conejos, como una alternativa al carprofeno y el meloxicam. Aplicar por vía oral, dos veces al día, a una dosis de 1-3 mg/kg.

El meloxicam es un AINE con baja actitud COX-1:COX-2 . Tiene un fuerte efecto antiartrítico y poco potencial para causar irritación gástrica en animales en comparación con otros AINE. Estudios de su toxicidad han mostrado buena tolerabilidad y excelente resistencia en tejidos de conejo.

La liberación del estómago de este fármaco y el transporte intestinal no se ven afectados por las dosis terapéuticas de meloxicam, excepto por un efecto a corto plazo sobre la acidez gástrica. Las dosis significativamente más altas que las recomendadas para la acción antiinflamatoria no afectaron la excreción de agua, electrolitos y creatinina durante todo el período de observación. Tras una única administración oral de meloxicam a dosis de 0,3 y 1,5 mg/kg, la concentración plasmática máxima del fármaco se alcanzó a las 6-8 horas y ascendió a 0,14 y 3,0 μg/ml, respectivamente, reduciéndose a un nivel indetectable en 24 horas. Con un uso de cinco días del medicamento, no se observó acumulación, para lograr la concentración terapéutica requerida cuando se usa una vez al día, se requieren dosis superiores a 0,3 mg / kg. Los conejos se pueden administrar con miel de flores para la analgesia a largo plazo en condiciones dolorosas como la artritis o la espondilosis a una dosis de 0,1-0,2 mg/kg cada 12 horas.

Carpintero J. W. et al. (2009), estudiando la farmacocinética del meloxicam en conejos, encontraron que la administración oral del fármaco a una dosis de 0,2-0,3 mg/kg una vez al día era suficiente y no encontraron efectos secundarios después de 10 días de uso. La concentración máxima del fármaco en plasma el primer día fue de 0,17 mcg/kg, el día 10: 0,24 mcg/kg. Además, Salhab A. S. et al. (2001) encontraron que el meloxicam a una dosis de 20 mg/kg por vía intraperitoneal inhibía la ovulación en conejas cuando se administraba 2 y 5 horas después del coito.

Los AINE se seleccionan en función de su actividad analgésica y antiinflamatoria. Fármacos como el flunixino y el carprofeno proporcionan efectos analgésicos comparables a los analgésicos opioides. Leach M. C. et al. (2009) estudiaron el efecto del dolor y el estrés en el comportamiento de conejos después de la ovariohisterectomía y la posibilidad de utilizar meloxicam en el postoperatorio. Se encontró que para una analgesia suficiente en caso de daño a los tejidos blandos, el conejo necesita grandes dosis del fármaco (dosis inicial - 1 mg / kg, posterior - 0,5 mg / kg / día) o una combinación de meloxicam con analgésicos opioides.
Cooper C. S. et al. (2009) compararon los efectos sobre el apetito en conejos del meloxicam y la buprenorfina durante 7 días después de la cirugía, el recuento de heces y orina, el peso corporal y los niveles de analgesia y concluyeron que el meloxicam es una buena alternativa a la buprenorfina y, cuando se usa, el riesgo de la anorexia y la estasis gastrointestinal son mínimas.

Para garantizar la idoneidad de la anestesia, los analgésicos opioides y los AINE se pueden usar simultáneamente con un riesgo mínimo de efectos secundarios.
Cuando se da de alta a un conejo del hospital, se le indica al propietario que controle de cerca el comportamiento, la ingesta de alimentos y las heces sólidas de la mascota. El conejo debe traerse para un nuevo examen si no ha comido durante más de 24 horas. Si el dueño del conejo no está seguro de si el conejo está comiendo o si tiene poco apetito, el animal debe ser hospitalizado para observación adicional. Un conejo que no empieza a comer después de la cirugía necesita tratamiento para prevenir o corregir la estasis gastrointestinal y reevaluar las prescripciones postoperatorias.

Literatura

Lista

1. Plumb, Donald K. Preparaciones farmacológicas en medicina veterinaria // M., 2002. - 856 p.
2. Aeschbacher, G. Anestesia de conejos // Compendio sobre educación continua, 1995, 17, 1003-1011.
3. Carpenter J. W., Pollock C. G., Koch D. E., Hunter R. P. Farmacocinética de dosis única y múltiple de meloxicam después de la administración oral al conejo (Oryctolagus cuniculus) // J Zoo Wildl Med. diciembre de 2009; 40(4): 601-6.
4. Cooper C. S., Metcalf-Pate K. A., Barat C. E., Cook J. A., Scorpio D. G. Comparación de los efectos secundarios entre la buprenorfina y el meloxicam utilizados después de la operación en conejos con cinturón holandés (Oryctolagus cuniculus) // J Am Assoc Lab Anim Sci. mayo de 2009; 48(3): 279-85.
5. Elmas M., Yazar E., Uney K., Er Karabacak A., Traş B. Farmacocinética de enrofloxacino y flunixina meglumina e interacciones entre ambos fármacos después de la coadministración intravenosa en conejos sanos y endotoxémicos // Vet J. 2008 Sep; 177(3): 418-24. Epub 2007 17 de julio.
6. Fujibayashi K., Sakamoto K., Watanabe M., Iizuka Y. Propiedades farmacológicas de R-84760, un nuevo agonista del receptor opioide kappa // Eur J Pharmacol. 11 de agosto de 1994; 261(1-2): 133-40.
7. Flecknell P. A. El alivio del dolor en animales de laboratorio // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
8. Flecknell P. A. Analgesia en pequeños mamíferos // Sem Avian Exotic Pet Med., 1998; 7, 41-47.
9. Flecknell P. A., Liles J. H., Wootton R. Reversión de la neuroleptanalgesia con fentanilo/fluanisona en el conejo usando opioides mixtos agonistas/antagonistas // Lab Anim. 1989 abril; 23(2): 147-55.
10. Green C. J. Combinaciones de fármacos neuroleptoanalgésicos en el manejo anestésico de pequeños animales de laboratorio // Lab Anim., 1975; 9, 161-178.
11. Hawkins M. G., Taylor I. T., Craigmill A. L., Tell L. A. Farmacocinética enantioselectiva del carprofeno racémico en conejos blancos de Nueva Zelanda // J Vet Pharmacol Ther. 2008 octubre; 31(5): 423-30.
12. Hayashida M., Fukunaga A., Fukuda K., Yamazaki S. Y., Arita H., Hanaoka K. Un modelo de conejo para la evaluación de la anestesia y la analgesia quirúrgicas: caracterización y validación con anestesia con isoflurano y analgesia con fentanilo // J Anesth. 2004; 18(4): 282-91.
13. Hubbell J. A., Muir W. W. Evaluación de una encuesta de los diplomáticos del American College of Laboratory Animal Medicine sobre el uso de agentes analgésicos en animales utilizados en investigación biomédica // J Am Vet Med Assoc. 1 de septiembre de 1996; 209(5): 918-21.
14. Jenkins W. L. Aspectos farmacológicos de los fármacos analgésicos en animales: una descripción general // J Am Vet Med Assoc., 1987; 191, 1231-1240.
15. Karachalios T., Boursinos L., Poultsides L., Khaldi L., Malizos K. N. Los efectos de la administración a corto plazo de dosis terapéuticas bajas de agentes anti-COX-2 en la curación de fracturas // Un estudio experimental en conejos. Cirugía de articulación ósea J Br. 2007 septiembre; 89(9): 1253-60.
16. Leach M. C., Allweiler S., Richardson C., Roughan J. V., Narbe R., Flecknell P. A. Efectos conductuales de la ovariohisterectomía y la administración oral de meloxicam en conejos alojados en laboratorio // Res Vet Sci. 2009 octubre; 87(2): 336-47. Epub 2009 19 de marzo.
17. Lintz W., Erlaçin S., Frankus E., Uragg H. Biotransformación de tramadol en humanos y animales Arzneimittelforschung. 1981; 31(11): 1932-43.
18. Miyazaki Y., Horii Y., Ikenaga N., Shimoda M., Kokue E. Posible mecanismo de transporte activo en la farmacocinética de flunixina-meglumina en conejos // J Vet Med Sci. 2001 agosto; 63(8): 885-8.
19. Ohya M., Taguchi H., Mima M., Koumoto K., Fukae T., Uchida M. Efectos de la morfina, la buprenorfina y el butorfanol en la dinámica de las vías respiratorias del conejo // Masui. 1993 abril; 42(4): 498-503.
20. Osterloh G., Friderichs E., Felgenhauer F., Günzler W. A., Henmi Z., Kitano T., Nakamura M., Hayashi H., Ishii I. Estudios farmacológicos generales sobre tramadol, un agente analgésico potente Arzneimittelforschung. 1978; 28(1a): 135-51.
21. Portnoy L. G., Hustead D. R. Farmacocinética del tartrato de butorfanol en conejos // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
22. Richardson V. C. G. Conejos Salud, Cría y Enfermedades. Blackwell Science Ltd, 2000. - 178 rublos.
23. Salhab A. S., Gharaibeh M. N., Shomaf M. S., Amro B. I. Meloxicam inhibe la ovulación de conejos // Anticoncepción. junio de 2001; 63(6): 329-33.
24. Farmacología clínica de pequeños animales / Jill Maddison et al. - Elsevier Limited, 2008. - 589 p.
25. Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding – Saunders Manual of Small Animal Practice, Tercera edición, 2005. – 2008 p.
26. Souza M. J., Greenacre C. B., Cox S. K. Farmacocinética de tramadol administrado por vía oral en conejos domésticos (Oryctolagus cuniculus). Soy J Vet Res. 2008 agosto; 69(8): 979-82
27. Turner P. V., Chen H. C., Taylor W. M. Farmacocinética de meloxicam en conejos después de una dosis oral única y repetida // Comp Med. febrero de 2006; 56(1): 63-7.
28. Turner P. V., Kerr C. L., Healy A. J., Taylor W. M. Efecto del meloxicam y el butorfanol sobre la concentración alveolar mínima de isoflurano en conejos // Am J Vet Res. mayo de 2006; 67(5): 770-4.
29. Wixson S.K. Anestesia y analgesia. En La biología del conejo de laboratorio, Academic Press, 2ª ed. 1994 (P. J. Manning y D. H. Ringler, eds). págs. 87–109.

La castración es una solución al problema de fertilidad de los conejos. ¡Quién no conoce la expresión común "criar como conejos"! Este animal se ha convertido prácticamente en un símbolo de fertilidad que, por supuesto, no debe ser olvidado por los propietarios de animales con orejas decorativas que tienen una versión decorativa de mascotas.

Para evitar muchos eventos adversos, los expertos recomiendan la esterilización oportuna o la castración de ellos. ¿Qué amenaza esto o, por el contrario, no amenaza al conejo y debería hacerse?

A esta operación la pueden someter tanto la hembra como el macho. En el primer caso, los conejos se vendan las trompas de Falopio, creando artificialmente su obstrucción, y para conejos "machos": se eliminan los conductos seminales, o un fragmento de ellos.

Es decir, en general no se produce una gran interferencia en el cuerpo del conejo: los genitales no se eliminan, funcionan, como se suele decir, en modo normal, sigue produciendo hormonas. El instinto sexual en los individuos no se perturba, no disminuye, son capaces de aparearse. Pero el objetivo del procedimiento en sí, evitar que los conejos se multipliquen sin control, se ha logrado.

Después de la esterilización, la mascota puede perder peso o volverse agresiva. ¿Puede la esterilización afectar de alguna manera el cuerpo del conejo? Debido a la necesidad natural de procreación, e incluso con un sistema reproductivo que funcione normalmente, los conejos esterilizados están sujetos a una importante alteración hormonal.

El cuerpo del animal está expuesto a estrés, lo que puede resultar en serios problemas de salud, en particular problemas con sistema genitourinario. La pobre mascota puede, por así decirlo, sin razones visibles perder peso, rechazar la comida, aparecen elementos de agresión en su comportamiento incluso en relación con los propietarios.

Castración: pros y contras

La castración es una operación para extirpar por completo los órganos reproductivos, aquellos. como consecuencia de ella, las conejas pierden los ovarios (castración parcial) o los junto con el útero (completo), y a los machos se les extraen ambos testículos.

Si la esterilización elimina solo la función de reproducción con todas las consecuencias hormonales resultantes, entonces la castración de problemas hormonales en el cuerpo del conejo no crea.

menos

Hay que admitir que tal Intervención quirúrgica con muchas ventajas, de las que hablaremos a continuación, también tiene algunos momentos desagradables:

• como cualquier operación, es trauma y estrés(tanto para la mascota como para el dueño);
• gasto en efectivo;
• cuidado extra.

ventajas

A pesar de algunos "en contra", los expertos, respondiendo a la pregunta "¿es necesario castrar a los conejos decorativos?", afirman que para los machos orejudos de ambos sexos, la castración es la mejor opción. Para - muchos argumentos:

a que edad

A menudo sucede que la castración debe realizarse en un peludo ya de mediana edad por razones de salud. Sin embargo, los veterinarios creen que es mejor hacer esto cuando el conejo aún es joven, saludable y enérgico.

La esterilización debe realizarse cuando la mascota tiene seis meses de edad. El conejo alcanza la madurez sexual alrededor de los 4 meses de edad, y en principio la operación ya es posible. Sin embargo, los 6 meses de edad se consideran más seguros.

Un indicador para los hombres es el descenso de los testículos al escroto. Esto también sucede aproximadamente a la misma edad: 3,5-4 meses.

No vale la pena hacer una operación de este tipo antes: no solo es técnicamente más difícil, también es impredecible para la salud del conejo.

El "Doctor Aibolit" tampoco emprenderá la castración de un viejo conejo. Estadísticamente, la probabilidad de un resultado fallido de la operación aumenta con la edad. E incluso un paciente que haya superado el límite de edad de dos años ya debería someterse a un examen completo con pruebas.

Si el conejo tiene más de 4 años, entonces la probabilidad de su muerte es mucho mayor que la de su contraparte de 6 a 9 meses.

¿Cuándo todavía no es posible?

Si una mascota tiene sobrepeso, no será castrada hasta que vuelva a la normalidad.

Harán lo mismo en presencia de algunas enfermedades: primero se debe curar al paciente esponjoso.

como es la operacion

Anestesia. Los procedimientos operativos para hombres y mujeres son diferentes. En conejos, los testículos se eliminan por completo. Esto se puede hacer haciendo una o dos incisiones.

En la primera variante se extirpan ambos testículos a través de una incisión, en la segunda se realizan incisiones sobre cada uno de ellos y se extirpan los órganos por separado. Todo esto se hace bajo anestesia local.

Las incisiones tratadas con antisépticos pueden permanecer abiertas. La opción “cerrada” consiste en suturar o aplicar pegamento quirúrgico.

La operación en la hembra es más complicada. Todos los órganos reproductivos se extraen del conejo, y tal intervención requiere el uso de anestesia. Después de la extracción, también se suturan los vasos sanguíneos que alimentan estos órganos y se colocan suturas para cerrar la incisión.

Si le preocupa la calidad y el impacto de la anestesia en la mascota operada, debe "supervisar" las clínicas veterinarias con anticipación, estudiar las revisiones de los propietarios que se han encontrado con dicho problema y elegir un especialista que ya tenga una amplia experiencia en el tratamiento, incluso quirúrgico, de conejos ornamentales.

Operación: antes y después

Antes del momento crucial, deberás aclarar en la clínica:

• a qué estará sujeta su mascota - esterilización o castración;
• qué pruebas deben realizarse adicionalmente;
• qué medicamentos o dispositivos pueden ser necesarios en el postoperatorio;
• Cómo preparar un conejo para la cirugía.

No debe mantener a su mascota durante medio día en una "dieta de hambre". Para un animal que mastica constantemente, esto es estresante. Solo necesita reducir la dosis habitual.

... Pero ahora se han completado todas las manipulaciones necesarias para evitar la "explosión demográfica" de conejos, y ahora se acerca el período crucial: cuidado postoperatorio. Cómo llevarlo a cabo, sin duda debe averiguarlo incluso en una clínica veterinaria.

Asegúrese de preguntarle al médico qué comportamiento se puede esperar del conejo operado, para no tener miedo de las "anomalías"; cómo debe verse el sitio de la incisión y la sutura postoperatoria; cómo procesarlos.

Tienes que estar preparado para lo que en las primeras horas del postoperatorio, el conejo se tambalea y puede comportarse de manera muy inusual.

Debe colocarse en un espacio habitable limpio y proporcionar comodidad, paz y bebida. La bandeja también debe estar limpia y llena con masilla nueva (opcionalmente, con trozos de papel, un material completamente neutro).

Se puede ofrecer comida después de algunas horas, pero no se permite comer en exceso al menos durante los primeros tres días.

Hable con su médico sobre cómo cuidar a su mascota después de la cirugía. Vigile el apetito de su mascota, así como la micción y las heces. Si de repente notas que no come, que hace mucho tiempo que no orina, que no tiene heces o, por el contrario, que tiene diarrea, es motivo para acudir a un especialista.

El sitio operado debe ser examinado periódicamente. La costura debe estar seca y limpia. Un conejo a menudo tiene el deseo de morder las costuras; es necesario asegurarlas de alguna manera, a pesar del rechazo activo de la mascota a todo tipo de vendajes y collares protectores.

Si la costura se "siente" normal, no es necesario tratarla con nada. Pero un anestésico para un conejo, y especialmente para un conejo, no vendría nada mal. El dolor puede retrasar la recuperación postoperatoria de un animal, interfiriendo tanto con la nutrición como con la higiene personal.

A pesar de que después de un par de días el conejo requerirá un movimiento activo alrededor de la habitación, no lo permita por ahora: el sitio de la incisión puede lastimarse y lesionarse.

No se preocupe si nota hinchazón del escroto. Si esto se observa durante no más de dos semanas, entonces se considera la norma.

Después de la castración, los conejos no se pueden asentar con conejos."edad fértil. El hecho es que en el macho operado, el esperma que queda en el conducto deferente conserva sus propiedades durante mucho tiempo, y el nivel de testosterona no cae inmediatamente a "cero", porque el conejo intentará aparearse durante otras 3-4 semanas, y la coneja puede quedar preñada.

Precio de emisión

La operación de esterilización o castración, por supuesto, es un procedimiento pagado. Cuánto cuesta varía en diferentes ciudades e incluso en diferentes clínicas. En las instituciones veterinarias privadas, el precio suele ser más elevado que en las públicas.

Castrar a un macho es más barato que a una hembra. Esto también puede depender de la raza de orejudo. A menudo es igual o superior al precio del "paciente". El costo del procedimiento quirúrgico real. comienza desde 2000 rublos. Hay que sumar el precio de la anestesia, consumibles, medicinas, goteros, así como estudios adicionales - ecografía, pruebas, eco y electrocardiograma. Es posible que tengas que dejar a tu mascota en la clínica durante algún tiempo.

No se deben descontar y gastos tales como el transporte de ida y vuelta, una consulta preliminar con un veterinario y su examen final, así como la compra de dispositivos de protección (vendaje / collar).

Si usted es un feliz propietario de un par de conejos decorativos, para evitar el problema de la sobrepoblación de conejos, debe decidir de antemano qué hacer con los intereses sexuales de sus mascotas y cuál de las formas parecerá más humano para usted: esterilización o castración, después de haber estudiado los consejos y comentarios de expertos y colegas por afición.

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Fármacos inyectables y sus combinaciones utilizados para la anestesia de conejos.

Medicamentos inyectables utilizado para introducir conejos en la anestesia durante diversos procedimientos diagnósticos y terapéuticos. Su uso es posible tanto de forma independiente como antes de las drogas de inhalación. La anestesia por inyección, a diferencia de la inhalación, no requiere un equipo especial, por lo que muchos veterinarios se ven obligados a utilizar este método. Actualmente, se usan con más frecuencia varias combinaciones de medicamentos para inyección y anestesia por inhalación.

La experiencia acumulada muestra que muchos medicamentos utilizados para la sedación, la anestesia y la analgesia también pueden usarse para conejos, pero las dosis efectivas y seguras de los medicamentos, su farmacodinámica y el uso de combinaciones de medicamentos tienen características significativas. A continuación se describen algunos preparados y sus combinaciones, cuyo efecto sobre el organismo de los conejos ha sido estudiado y que pueden ser de interés para los veterinarios de nuestro país.

Acepromazina ( Maleato de acepromazina) - un derivado de la fenotiazina, tiene un efecto depresor sobre el sistema nervioso central. Es un inhibidor de la dopamina, un bloqueador alfa-adrenérgico con débil actividad antimuscarínica. El principal cuando se usa acepromacina en medicina veterinaria es su efecto tranquilizante, los adicionales incluyen efecto antiarrítmico y efecto antiespasmódico. Se utiliza comúnmente para la premedicación en animales de muchas especies. La acepromazina tiene un efecto hipotensor y no tiene actividad analgésica. Dosis para conejos como tranquilizante 1 mg/kg IM, el efecto debe ocurrir dentro de los 10 minutos y durar 1-2 horas . Ghaffari MS et al., (2009) encontraron que la acepromacina en dosis normales redujo la producción de lágrimas en conejos. . En conejos, la acepromacina se puede utilizar como premedicación antes de la anestesia con gas. Se puede utilizar en combinación con butorfanol para una mejor sedación.

xilazina(Xilazina) - es un antagonista alfa 2-adrenérgico, tiene un efecto sedante moderado y analgésico menor en conejos. Provoca la relajación de los músculos esqueléticos a través de una acción central. Anteriormente, se usaba como droga única o en combinación con ketamina. Esta combinación provoca depresión respiratoria y circulatoria y, en dosis altas, arritmia cardiaca y alta mortalidad en conejos. El atipamezol, un bloqueador alfa-adrenérgico, se puede usar como antagonista para detener la acción de la xilazina.

medetomidina(La medetomidina (Domitor, Pfizer) es un agonista alfa 2 más específico que la xilazina con menos efectos secundarios. Es significativamente más costosa y requiere dosis más altas en conejos que en otras especies animales. La medetomidina se puede usar como premedicación o en combinación con ketamina para anestesia quirúrgica... La medetomidina provoca la constricción de los vasos periféricos, cambiando el suministro de sangre a las membranas mucosas, por lo que se puede determinar erróneamente que el animal tiene cianosis. Cuando se usa medetomidina, a menudo se desarrolla hipoxia, por lo que todo el período de anestesia requiere el uso de oxígeno.

La vasoconstricción inducida por medetomidina puede interferir con la oximetría de pulso y la venopunción para la toma de muestras de sangre y la terapia de fluidos. Este fármaco provoca una buena relajación de la laringe, facilitando la intubación endotraqueal. No causa depresión respiratoria y la recuperación generalmente ocurre dentro de las tres horas. La recuperación puede acelerarse con el uso de atipamisol.

butorfanol(Butorfanol) es un antagonista sintético de los receptores opioides. El efecto analgésico es 3-5 veces mayor que el de la morfina en humanos y más de 30 veces en ratas. En conejos, el butorfanol produce analgesia y sedación leve, no provoca depresión respiratoria a menos que se utilicen dosis elevadas. . Se aplica para aliviar el dolor postoperatorio a una dosis de 0,4 mg/kg por vía oral cada 4-6 horas. Varios estudios han demostrado que el uso de dosis altas de butorfanol provoca un efecto analgésico menor que las dosis más bajas. La semivida de eliminación del butorfanol en conejos a la dosis de 0,5 mg/kg es de 1,64 horas tras la administración intravenosa y de 3,16 horas tras la administración subcutánea. El butorfanol se puede utilizar para revertir los efectos depresores respiratorios de los agonistas μ como el fentanilo, la morfina y la pefidina. El butorfanol (0,05 mg/kg SC o IM) se usa en combinación con medetomidina y ketamina para la anestesia quirúrgica. También se puede usar en combinación con acepromacina para la sedación. . Esta combinación provoca vasodilatación, lo que facilita la toma de muestras de sangre y las inyecciones intravenosas.

propofol(Propofol) es un fármaco hipnótico de acción corta que no se parece a los fármacos para la anestesia general, el mecanismo de acción no está claro . Como fármaco utilizado para la inducción de la anestesia, tiene muchas ventajas, incluido un efecto hipnótico profundo y amplitud terapéutica, un inicio de acción rápido y una recuperación rápida. Las dosis repetidas no se acumulan y se puede utilizar propofol para mantener la anestesia mediante infusión continua. Baumgartner CM et al. (2009) para este fin utilizaron propofol a una dosis de 4,0-8,0 mg/kg por vía intravenosa, para mantener la anestesia 1,2-1,3 mg/kg/min . Una dosis de 5-14 mg/kg permite tiempo suficiente para que un anestesiólogo experimentado realice la intubación. Después de la administración, es posible la apnea a corto plazo y, cuando se usan dosis altas, es posible el paro respiratorio.

Estudios de Dikmen B. et al. (2010) demostraron que el uso de propofol es preferible al de ketamina en animales con insuficiencia renal. . ZhuT et al. (2008) encontraron que el propofol mejora el flujo sanguíneo hepático . Según Fudickar A. et al. (2009) la administración de propofol provoca consecuencias tan negativas como bradicardia aguda, asistolia, hiperlipemia y acidosis metabólica, rabdomiólisis y mioglobinuria, las cuales se describen como síndrome de infusión de propofol (PRIS). Propofol no se recomienda para la anestesia a largo plazo en conejos. En los experimentos de Chen WH et al. (2006) el propofol tuvo un efecto directo sobre el corazón de los conejos, provocando una fuerte disminución de la presión arterial y bradicardia.

Ketamina(Ketamina) es un fármaco disociativo que se utiliza como único fármaco para la inducción a la anestesia o en combinación con otros fármacos para la inducción y el mantenimiento de la anestesia. La ketamina tiene un efecto simpaticomimético que aumenta la frecuencia cardíaca, el gasto cardíaco y la presión arterial. La administración intramuscular de ketamina a una dosis de 40 mg/kg después de 6,0 +/- 0,5 minutos provocó anestesia en conejos durante 36,0 +/- 0,9 minutos. La administración intramuscular preliminar de vitamina C en dosis de 30, 60 y 240 mg/kg redujo el tiempo de inducción a la anestesia y anestesia prolongada a 5,0 +/- 0,06 y 37,0 +/- 0,7; 4,0 +/- 0,5 y 39,0 +/- 0,6; 2,0 +/- 2,3 y 44,0 +/- 0,8 minutos respectivamente .

Los estudios han demostrado que el uso de ketamina a dosis de 10 mg/kg por vía intravenosa en conejos con lesión medular la protege de la isquemia y previene la disminución de los niveles de antioxidantes. .

La ketamina no elimina los reflejos ocular, laríngeo y deglutorio. La relajación muscular deficiente hace que la ketamina no sea adecuada para su uso como agente único para la anestesia antes de la cirugía; se usa en combinación con xilazina u otras drogas. Las combinaciones de ketamina/diazepam y ketamina/acepromazina aumentan la presión intraocular en conejos.

Tiletamina/zolazepam(tiletamina / zolazepame) - tiletamina - un anestésico inyectable, químicamente similar a la ketamina, zolazepam - un tranquilizante débil de diazepina. La acción farmacológica del fármaco combinado es similar a la de la ketamina y el diazepam. La idoneidad de la tiletamina/zolazepam para la anestesia en conejos fue estudiada por Brammer DW et al. (1991). La administración intramuscular de 32 y 64 mg/kg del fármaco no provocó anestesia y provocó un efecto nefrotóxico con desarrollo de insuficiencia renal en 5 días. Los investigadores concluyeron que este fármaco está contraindicado en conejos. . La nefrotoxicidad de la tiletamina/zolazepam en conejos también se estableció en el estudio Doerning BJ. et al. (1992). El fracaso de la tiletamina/zolazepam para inducir la anestesia en conejos es de Dupras J. et al. (2001) . Al mismo tiempo, es necesario tener en cuenta la imposibilidad del uso legal de muchas drogas utilizadas en todo el mundo en nuestro país. Si la clínica veterinaria no está equipada para usar anestesia por inhalación y no tiene licencia para usar ketamina, la tiletamina/zolazepam es uno de los pocos medicamentos de elección y debe combinarse con otros medicamentos.

Ketamina y xilazina.

Para procedimientos mínimamente invasivos que no duren más de 30-40 minutos, se administra ketamina a dosis de 35 mg/kg mezclada con xilazina 5 mg/kg por vía intramuscular o subcutánea . Una vez anestesiado, el conejo puede ser intubado y, si es necesario, conectado a un ventilador. El mantenimiento de la anestesia hasta 3 horas se proporciona mediante la administración intravenosa de una mezcla de ketamina/xilazina (10 + 2 mg/kg).

Ketamina, xilazina y acepromacina.

Hobbs BA. et al. (1991) encontraron que la combinación de ketamina/xilazina con acepromacina es preferible si se necesita una operación larga, en su estudio el período de anestesia fue de 60-120 minutos. Pero esta combinación, administrada por vía intramuscular, causó inflamación y fibrosis perineural en 4 de 6 conejos en un estudio de 1999 realizado por Vachon P. .

medetomidina y ketamina.

Una mezcla de medetomidina/ketamina a dosis de 0,35 mg/kg + 5 mg/kg por vía intravenosa proporciona anestesia quirúrgica durante al menos 35 minutos. La administración intravenosa de atipamezol detiene la acción de estos fármacos. Los estudios en conejos (Kim MS et al. 2004) han demostrado que una dosis igual o doble de atipamisol es óptima para revertir la anestesia. .

Ketamina, medetomidina e isoflurano.

La ketamina en una dosis de 15 mg/kg y medetomidina 0,25-0,5 mg/kg por vía subcutánea o intramuscular en combinación con isoflurano al 1,5-2,0% proporcionan un grado de anestesia suficiente para la orquiectomía y la ovariectomía. La inyección subcutánea es más fácil de tolerar, pero después de la inyección intramuscular, la inducción a la anestesia es más rápida. El atipamezol es un antagonista eficaz, a una dosis de 0,5-1,0 mg/kg, actúa más rápido cuando se administra por vía intramuscular en comparación con la vía subcutánea, acelera la recuperación del conejo.

Ketamina y xilazina con butorfanol.

En un estudio de Marini RP et al. (1992) se utilizó ketamina/xilazina a una dosis de 35 mg/kg + 5 mg/kg junto con butorfanol 0,1 mg/kg. La inclusión de butorfanol en esta combinación prolongó la anestesia de 1,4 a 1,6 veces de 77 a 99 minutos. .

Medetomidina, ketamina y butorfanol con isoflurano.

Se utiliza una combinación de medetomidina, ketamina y butorfanol para procedimientos breves, como recortar incisivos o radiografías. También se puede utilizar para inducir la anestesia antes del uso de la anestesia por inhalación para procedimientos más prolongados, como molares, extracción de incisivos, en estos casos es necesaria la intubación, ya que no es posible el uso de una máscara facial. También recomendamos anestesia por inhalación al lavar el canal lagrimal.

La medetomidina a una dosis de 0,2 mg/kg en combinación con 10 mg/kg de ketamina y 0,5 mg/kg de butorfanol se administra por vía subcutánea. Esto equivale a 0,2 ml/kg de Domitor (Pfizer), 0,1 ml/kg de ketamina y 0,05 ml/kg de Torbugesic (Fort Dodge). La inyección suele ser dolorosa, el efecto de los medicamentos comienza después de 5 a 10 minutos y dura aproximadamente 20 minutos. La recuperación completa ocurre en 2-4 horas.

Al final de la operación, el efecto de la medetomidina se puede eliminar con atipamezol 1 mg/kg (0,1 ml/kg) (Antisedan (Pfizer). El período de acción del atipamezol es de 15-40 minutos. El efecto analgésico de la medetomidina es también se elimina con atipamezol.La anestesia ocurre después de 1-2 horas.

Tiletamina/zolazepam y xilazina.

Dupras J. et al. (2001) estudiaron la posibilidad de utilizar la combinación de tiletamina/zolazepam a la dosis de 20 mg/kg en combinación con xilacina 3 mg/kg. cuando se administra por vía intramuscular. La introducción a la anestesia duró alrededor de 3 minutos, la duración de la anestesia promedió 109,4 minutos. En relación con la capacidad de la xilazina para causar una hipoxia significativa, los investigadores apuntan al suministro obligatorio de oxígeno al conejo.

Razina A. V. et al. (2010) recomiendan la administración intramuscular de rometar a una dosis de 4,0-6,0 mg/kg, seguida (después de 20 minutos) de la administración intramuscular de tiletamina/zolazepam a una dosis de 5-10 mg/kg. Después de 5 min. Después de la inyección intramuscular de zoletil, se produjo una relajación muscular completa, el reflejo corneal y la sensibilidad al dolor estuvieron ausentes, la pupila se dilató. La anestesia duró aproximadamente 30 minutos, después de 1,5 horas, el conejo se movió de forma independiente.

Mesa - Fármacos y sus combinaciones recomendados para la sedación y anestesia de conejos

Preparativos	Dosis (mg/kg)	Acción	Modo de aplicación	Duración de la acción
acepromazina		sedación, no provoca analgesia
acepromacina + butorfanol		sedación y analgesia
butorfanol + medetomidina + ketamina		anestesia		20-30 minutos, recuperación 1-4 horas
ketamina + xilazina		anestesia		30-40 minutos, recuperación 1-2 horas
ketamina + xilazina + butorfanol		anestesia		40-60 minutos recuperación 1-2 horas
ketamina + xilazina + acepromazina		anestesia		25-40 minutos, recuperación 1-2 horas
ketamina + acepromazina		anestesia
ketamina + medetomidina		anestesia		al menos 35 minutos
propofol		hipnótico		para mantener la anestesia 1,2-1,3 mg/kg/min
acepromacina + butorfanol + propofol		sedación y analgesia		para mantener la anestesia propofol 1,2-1,3 mg/kg/min
tiletamina/zolazepam + xilazina		anestesia
xilazina + tiletamina/zolazepam		anestesia		30 min, recuperación 1,5 horas

Por lo tanto, los medicamentos actualmente existentes y la posibilidad de su uso en varias combinaciones permiten, en la mayoría de los casos, elegir el método de anestesia de acuerdo con la condición del conejo, la naturaleza y la duración de la operación planificada. En este caso, el equipamiento de la clínica veterinaria y la experiencia del médico juegan un papel importante.

Candidato a Ciencias Veterinarias, Profesor Asociado del Departamento de Enfermedades de Aves, Peces, Abejas y Animales de Piel, Academia Estatal de Medicina Veterinaria de San Petersburgo, Centro de Medicina Veterinaria Vetus.

Literatura
	Plumb, Donald K. Preparaciones farmacológicas en medicina veterinaria // M., 2002.- 856 p.
	Razina A.V. Optimización del método de anestesia general en conejos / A.V. Razina, A. I. Frolova, MA sergeeva // Temas de actualidad biología veterinaria.- 2005.- №1(5).-p.32-35
	Baumgartner CM, Koenighaus H, Ebner JK, Henke J, Schuster T, Erhardt WD. Efectos cardiovasculares de fentanilo y propofol sobre la función hemodinámica en conejos // Am J Vet Res. 2009 marzo; 70 (3): 409-17.
	Brammer DW, Doerning BJ, Chrisp CE, Rush HG. Efectos anestésicos y nefrotóxicos de Telazol en conejos blancos de Nueva Zelanda // Lab Anim Sci. 1991 octubre; 41 (5): 432-5.
	Cooper, J. E. Anestesia de especies exóticas. En Manual de anestesia para la práctica de pequeños animales // (A.D.R. Hilbery, ed.). Asociación Británica de Veterinarios de Pequeños Animales. 1989. - 144 rublos.
	Chang C, Uchiyama A, Ma L, Mashimo T, Fujino Y. Una comparación de los efectos sobre la respuesta del dióxido de carbono respiratorio, la presión arterial y la frecuencia cardíaca de dexmedetomidina, propofol y midazolam en conejos anestesiados con sevoflurano // Anesth Analg. 2009 julio; 109 (1): 84-9.
	Chen WH, Lee CY, Hung KC, Yeh FC, Tseng CC, Shiau JM. El efecto cardíaco directo del propofol en el corazón intacto de conejo aislado // Acta Anaesthesiol Taiwán. 2006 marzo;44(1):19-23.
	Cruz FS, CarregaroAB, Raiser AG, Zimmerman M. Anestesia intravenosa total con propofol y S(+)-ketamina en conejos // Vet Anaesth Analg. 2010 marzo;37(2):116-22.
	Dikmen B, Yagmurdur H, Akgul T, Astarci M, Ustun H, Germiyanoglu C. Efectos preventivos del propofol y la ketamina sobre la lesión renal en la obstrucción ureteral unilateral // J Anesth. 2010 febrero; 24 (1): 73-80.
	Doerning BJ, Brammer DW, Chrisp CE et al: Nefrotoxicidad de Tiletamine en conejos blancos de Nueva Zelanda // Lab Anim Sci, 1992; 42(3):267-269.
	Dupras J, Vachon P, Cuvelliez S, Blais D. Anesthesia of the New Zealand rabbit usando la combinación de tiletamina-zolazepam y ketamina-midazolam con o sin xilazina // Can Vet J. 2001 Jun;42(6):455- 60
	Elsa A, Ubandawaki S. Anestesia con ketamina después de la premedicación de conejos con vitamina C // J Vet Sci. 2005 de septiembre; 6 (3): 239-41.
	Flecknell, Pensilvania El alivio del dolor en animales de laboratorio // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
	Flecknell, Pensilvania Anestesia // En Manual de Medicina y Cirugía del Conejo. 2000; (P.A. Flecknell, ed.) págs. 103-116.
	Flecknell, PA, John, M., Mitchell, M. et al. Neuroleptoanalgesia en el conejo // Lab Anim., 1983; 17, 104-109.
	Fudickar A, Bein B. Síndrome de infusión de propofol: actualización de la manifestación clínica y fisiopatología // Minerva Anestesiol. 2009 mayo;75(5):339-44.).
	Ghaffari MS, Moghaddassi AP, Bokaie S. Efectos de la acepromacina intramuscular y el diazepam en la producción de lágrimas en conejos // Vet Rec. 31 de enero de 2009; 164 (5): 147-8.
	Ghaffari MS, Moghaddassi AP. Efectos de las combinaciones de ketamina-diazepam y ketamina-acepromazina sobre la presión intraocular en conejos // Vet Anaesth Analg. 2010 mayo;37(3):269-72.
	Hellebrekers, L.J., de Boer, E.J., van Zuylen, M.A., Vosmeer H. Una comparación entre la anestesia con medetomidina-ketamina y medetomidina-propofol en conejos // Lab Anim., 1997; 31, 58-69.
	Hobbs BA, Rolhall TG, Sprenkel TL, Anthony KL. Comparación de varias combinaciones para anestesia en conejos // Am J Vet Res. 1991 mayo;52(5):669-74.
	Kim MS, Jeong SM, Park JH, Nam TC, Seo KM. Reversión de la anestesia combinada de medetomidina-ketamina en conejos por atipamezol // Exp Anim. 2004 octubre;53(5):423-8.
	Marini RP, Avison DL, Corning BF, Lipman NS. Ketamina/xilazina/butorfanol: una nueva combinación anestésica para conejos // Lab Anim Sci. 1992 febrero; 42 (1): 57-62.
	Martinez MA, Murison PJ, Love E. Inducción de la anestesia con midazolam o propofol en conejos premedicados con fentanilo/fluanisona // Vet Rec. 27 de junio de 2009; 164 (26): 803-6.
	Mason D. E. Anestesia, analgesia y sedación para pequeños mamíferos // En Hurones, Conejos y Roedores, Medicina Clínica y Cirugía. (E.V. Hillyer, KE Quesenberry, eds). 1997. - págs. 378-391.
	Murphi KL, Roughan JV, Baxter MG, Flecknell PA. Anestesia con una combinación de ketamina y medetomidina en el conejo: efecto de la premedicación con buprenorfina // Vet Anaesth Analg. 2010 mayo;37(3):222-9. Epub 2010 10 de marzo.
	Ohya M, Taguchi H, Mima M, Koumoto K, Fukae T, Uchida M. Efectos de la morfina, la buprenorfina y el butorfanol en la dinámica de las vías respiratorias del conejo // Masui. 1993 abril; 42 (4): 498-503.
	Orr HE, Roughan JV, Flecknell PA. Evaluación de la anestesia con ketamina y medetomidina en el conejo doméstico // Vet Anaesth Analg. 2005 de septiembre; 32 (5): 271-9.
	Portnoy, LG, Hustead, República Dominicana Farmacocinética del tartrato de butorfanol en conejos // Am J Vet Res., 1992; 53, 541.
	Stephen J. Birchard, Robert G. Sherding - Saunders Manual of Small Animal Practice, Tercera edición, 2005.- 2008 p.
	Vachon P. Automutilación en conejos después de inyecciones intramusculares de ketamina-xilazina-acepromazina // Can Vet J. 1999 Aug;40(8):581-2.
	Wixson, S. K. Anestesia y analgesia. En La biología del conejo de laboratorio, Academic Press, 2ª ed. 1994 (P.J. Manning y D.H. Ringler, eds). págs. 87-109.
	Yershov AL, Jordan BS, Fudge JM, Dubick MA. Influencia del modo de ventilación en los requerimientos de ketamina/xilazina en conejos // Vet Anaesth Analg. 2007 mayo;34(3):157-63.
	Yu QJ, Zhou QS, Huang HB, Wang YL, Tian SF, Duan DM. Efecto protector de la ketamina en la lesión isquémica de la médula espinal en conejos // Ann Vasc Surg. 2008 mayo-junio;22(3):432-9.
	Zhu T, Pang Q, McCluskey SA, Luo C. Efecto del propofol sobre el flujo sanguíneo hepático y el equilibrio de oxígeno en conejos // Can J Anaesth. 2008 junio;55(6):364-70.

¿Por qué se castran o esterilizan los conejos?
- Se cree que los conejos castrados y castrados tienen más buena salud y por lo tanto vivir más tiempo. Al esterilizar conejos, en realidad elimina el riesgo de contraer cáncer de los órganos reproductivos de las hembras. Un macho castrado, en cambio, vivirá mucho más tiempo y recibirá menos heridas debido a que deja de intentar pelear con otros animales domésticos (otros conejos, gatos, etc.).
—Los conejos esterilizados y castrados son más amigables y sociables. Son más tranquilos, más cariñosos, predecibles. Además, los conejos hacen muchas menos averías en la casa (roen menos los muebles y cavan agujeros en las alfombras), disminuye la agresividad (intentos de morder, arañar, gruñir a los dueños, escapar y huir). Después de la operación ellos
-Deja de golpear. Después de la castración y esterilización, los conejos, tanto machos como hembras, dejan de marcar su territorio y es mucho más fácil aprender a ir al baño en un solo lugar que antes.
—Castración y esterilización de conejos. es una especie de su contribución al control de la natalidad animal. Más de 15.000 maravillosos animales domésticos como gatos, conejos, perros mueren cada año en nuestro país (en este contexto USA) de frío y hambre, siendo abandonados por sus dueños a su suerte. Muchos animales mueren porque son liberados en parques forestales o simplemente en la calle, donde se les priva de alimentos y mueren de enfermedades, y también son presa fácil para otros animales y/o mueren corriendo por la calle. No es en absoluto un hecho que los conejos que entregues a la tienda de mascotas encontrarán una vida mejor. Porque se venderán como mercancía al primer comprador que se cruce y nadie comprobará para qué se compran los animales. Muchos conejos se alimentarán con serpientes o se comprarán como regalo para un niño que pronto se aburrirá.
—Castrado y castrado mucho más complacido y juguetón. relacionarse con nuevos amigos. Los conejos son animales sociales y le gusta hacer amistad con otros conejos. Pero hasta que no sean esterilizados, lamentablemente no pueden tratar a otro conejo como amigo, debido al acoso sexual (del sexo opuesto) o agresión hacia los conejos del mismo sexo, que es causado por las hormonas.
—La esterilización y esterilización de conejos es segura.(siempre que haya contactado a un veterinario experimentado). La Domestic Rabbit Association www.rabbit.org ha visto este tipo de operación más de mil veces. Las muertes representan aproximadamente el 0,1% de dichas operaciones, siendo la principal causa la anestesia. Un veterinario experimentado en conejos realizará esta operación con poco o ningún riesgo para la salud de su mascota. No permita que un veterinario bajo o sin experiencia realice este tipo de cirugía en su mascota.
¿La operación es realmente segura para los conejos?
Esta operación es tan segura para conejos como para otros animales. Desafortunadamente, la mayoría de los veterinarios no saben cómo realizar cirugías seguras en conejos. No permita que un veterinario sin experiencia o un veterinario que no haya trabajado con conejos opere a su mascota. También es necesario cuidar adecuadamente al conejo antes y después de la operación.
¿A qué edad se puede operar un conejo?
Las hembras pueden operarse después de la pubertad a los 4 meses, pero la mayoría de los veterinarios prefieren esperar hasta los seis meses de edad, ya que los conejos más jóvenes pueden experimentar menos cirugía sin bisturí. Los machos se castran a partir de los 3,5 meses de edad tan pronto como descienden los ovarios, pero la mayoría de los veterinarios aconsejan esperar hasta cinco meses.
¿A qué edad es demasiado tarde para esta operación?
Los veterinarios piensan diferente, pero están de acuerdo en una cosa: a partir de los seis años, tanto la anestesia como la propia operación se vuelven más peligrosas para la salud. Esta idea siempre es oportuna, lo único es que, si tu conejo tiene más de dos años, vale la pena hacerle un examen previo, sobre todo del sistema cardiovascular. El examen puede costarle mucho más que la operación en sí, pero puede revelar las razones por las que la operación podría ser más peligrosa para su mascota. El examen preliminar es especialmente importante para la elección de la anestesia.
¿Cómo determinar si una hembra fue esterilizada por dueños anteriores o por un criador?
Existe una alta probabilidad de que la hembra no haya sido esterilizada. Puede afeitarse la parte inferior del abdomen y ver si hay una cicatriz allí. Sin embargo, las técnicas modernas permiten a los veterinarios realizar este tipo de operaciones sin dejar cicatrices. Existe la posibilidad de que el veterinario ponga una marca en el abdomen, lo que indica que se realizó la operación, pero esto es poco probable. Por lo tanto, la única forma es verificar esta operación más.
¿Qué preguntas debo hacerle a un veterinario en una clínica veterinaria?
¿Cuántos dueños de conejos lo contactan por año?
¿Cuántas esterilizaciones/castraciones ha realizado este veterinario en el último año?
¿Cuál es el porcentaje de transacciones exitosas? El 90% de las operaciones exitosas es un porcentaje demasiado pequeño para este tipo de operaciones. Cualquier médico, veterinario o humano, pierde un paciente por accidente, generalmente debido a una enfermedad o dolencia no diagnosticada. Los veterinarios de todo el país (EE. UU.) que castraron/castraron conejos para House Rabbit Society perdieron menos del 0,5 % del número total de animales operados. - Si hubo muertes, ¿cuál fue la causa?
¿Extirpa el médico tanto los ovarios como el útero? (el veterinario debe extirpar ambos órganos)
¿El médico realiza una cirugía de castración "abierta" o "cerrada"? (Se prefiere cerrado; deje que su médico le explique la diferencia).
El paso (entrada) quirúrgico a los testículos se hará por el escroto o por cavidad abdominal? (El paso por la cavidad abdominal aumenta innecesariamente el trauma del conejo macho).
¿El veterinario requiere que el animal se abstenga de comer y beber antes de la cirugía? (Es mejor no hacer esto: un conejo no puede vomitar, por lo que no se debe temer durante la operación, y no se debe permitir que vacíe completamente el tracto digestivo del conejo).
¿Qué anestésicos se utilizarán? (Muchos veterinarios han tenido mucho éxito al realizar operaciones usando un anestésico que no sea isoflurano. Pero después de ellas, el conejo estará como borracho ("resaca"), y lo más probable es que no pueda comer durante mucho tiempo después de la operación. , que a su vez causará serios problemas, si no los atiendes a tiempo.
Discuta el cuidado operativo y postoperatorio con su veterinario. Descubra cómo se identificarán los problemas, ¿con qué frecuencia el veterinario o su asistente podrán visitar a su bebé? ¿Harán algo para identificar posibles problemas postoperatorios? Qué tipo de cuidado se le brindará a su mascota inmediatamente después de la operación: oxígeno, calor, paz (los perros que ladran y los gatos que maúllan en jaulas vecinas no son la mejor opción). ¿Qué harán los médicos para devolverle la vida al conejo? ¡Hacer preguntas! Esto llamará la atención del veterinario. Hágale saber que está preocupado por la salud de su mascota y que controlará estrictamente sus acciones.
¿Qué cuidados pre y postoperatorios se le deben dar a un conejo?
Dale a tu conejo acidophilus un par de días antes de la cirugía, solo para asegurarte de que el sistema digestivo del conejo esté bien.
No cambie su dieta de ninguna manera. Después de la operación, dé también acidophilus hasta que el apetito vuelva a la normalidad.
Revise las costuras diariamente. Después de la castración, el escroto puede llenarse de líquido. Una compresa tibia será útil, pero no te preocupes demasiado. Si hay un indicio de infección, lleva el conejo al veterinario de inmediato.
Mantener a la hembra operada separada de los machos(castrada o no, no importa) ya que podría resultar gravemente herida si el macho trata de cubrirla. Después de la operación, asegúrese de que esté tranquilo y calmado para que el conejo no se asuste y no entre en pánico, no provoque piruetas acrobáticas, sino que permita que el conejo se mueva libremente en el lugar habitable; el conejo mismo sabe lo que le dolerá él y lo que no.
Muchos veterinarios dejan conejos en la clínica durante la noche. Si el veterinario le permite llevarse el conejo a casa, entonces necesita saber lo siguiente:
-Muchos machos que regresan a casa después de la cirugía esperan encontrar una cena deliciosa, asegúrese de tener sus gránulos favoritos, agua y un montón de heno fresco (una buena alfalfa fresca ayudará al conejo a recuperar el apetito).
-Muchas hembras prefieren que las dejen solas, no muestran apetito y se sientan tranquilas en el rincón más alejado de la jaula o en ese rincón de la casa donde pueden estar seguras de que no serán molestadas.
A la mañana siguiente o al anochecer del día siguiente a la operación, es necesario que el conejo coma algo. No importa qué y cuánto, porque con la ingesta de alimentos, el tracto digestivo seguirá funcionando. Si el conejo aún no come, entonces, como último recurso, prepare una mezcla de gránulos de conejo (1 parte de gránulos y 2 partes de agua, muela bien en una licuadora, agregue acidophilus y alimente en pequeñas porciones con una jeringa (sin aguja). ) del lado de la boca un conejo). La mujer puede quitar accidentalmente los puntos. Vuelva a coser y luego haga un vendaje envolviendo una toalla de mesa alrededor de su vientre y asegúrelo con una venda elástica. Asegúrate de que el conejo pueda respirar libremente, pero que el vendaje esté bien sujeto.